Wskaźniki skuteczności sterylizacji termicznej. Znaczenie wskaźników biologicznych w ocenie skuteczności sterylizacji
Metoda radiacyjna
Niezbędny do sterylizacji produktów wykonanych z materiałów termolabilnych. Czynnikiem sterylizującym jest promieniowanie jonizujące gamma i beta.
Główną metodą sterylizacji przemysłowej jest promieniowanie. Korzystają z niego firmy produkujące sterylne produkty jednorazowego użytku.
Do opakowań indywidualnych oprócz papieru stosuje się worki polietylenowe. Sterylność w takich opakowaniach utrzymywana jest przez lata, ale jest też ograniczona. Data ważności podana jest na opakowaniu.
Kontrola pozwala na poprawę jakości sterylizacji w placówkach służby zdrowia. Polega na określeniu skuteczności i parametrów sterylizacji.
Kontrola sterylizacji powietrza.
Niezawodność sterylizacji powietrzem zależy od projekt sterylizatora, jego użyteczność, układ i objętość ładunku, zastosowane opakowanie ochronne, zastosowane metody kontroli, przeszkolenie personelu obsługującego sterylizator.
Metody kontroli:
· Bakteriologiczny.
Przeprowadza się je za pomocą biotestu – przedmiotu wykonanego z określonego materiału, zanieczyszczonego badanymi mikroorganizmami. Jako nośnik stosuje się małą fiolkę zawierającą zarodniki B. licheniformis. Kontrola prowadzona jest zgodnie z zatwierdzoną metodologią. Dostępne są także gotowe, certyfikowane testy z zarodnikami B. Licheniformis z barwioną pożywką, które pozwalają na kontrolę bakteriologiczną bezpośrednio w GUS, jeżeli posiada on termostat.
· Operacyjny.
Kontrola operacyjna sterylizacji powietrza odbywa się za pomocą chemicznych termicznych wskaźników czasu. Do kontroli operacyjnej zalecano już wiele substancji chemicznych, których temperatura topnienia odpowiada temperaturze sterylizacji. Nie można ich jednak uznać za wiarygodne wskaźniki, ponieważ nie dają wyobrażenia o czasie ekspozycji produktu na gorące powietrze. Kontrola taka ma charakter orientacyjny i nie gwarantuje osiągnięcia sterylności podczas procesu sterylizacji.
Niezawodność kontroli operacyjnej znacznie wzrasta, gdy stosuje się wskaźniki zintegrowanego działania, w szczególności NP firmy Vinar IS-160 i IS-180, które zmieniają kolor na kolor wzorcowy dopiero pod wpływem temperatury sterylizacji przez cały czas ekspozycja na sterylizację. Paski wskaźnikowe umieszczane są w punktach kontrolnych sterylizatora podczas każdego cyklu sterylizacji. Jeżeli kolor wskaźnika po sterylizacji w którymkolwiek miejscu jest jaśniejszy niż standardowy, wszystkie produkty uważa się za niesterylne.
Torebki papierowe pergaminowe używane do pakowania, sterylizowane w nowoczesnych urządzeniach do sterylizacji, posiadają podobny wskaźnik stosowany fabrycznie.
· Okresowy.
Kontrola polega na monitorowaniu temperatury i czasu sterylizacji.
Kontrola sterylizacji parowej.
Niezawodność sterylizacji parowej zależy od kilku czynników:
Zgodność z warunkami pracy;
Dokładność oprzyrządowania zainstalowanego na sterylizatorze;
Całkowite usunięcie powietrza ze sterylizowanych produktów;
Szczelność komory sterylizatora.
· Metody okresowego monitorowania sterylizatorów parowych obejmują:
Sprawdzanie dokładności manometru;
Sprawdzanie poprawności rejestracji temperatury i ciśnienia przez rejestratory;
Monitorowanie szczelności komory sterylizatora;
Kontrola jakości automatycznego testu próżni;
Monitorowanie efektywności suszenia materiałów tekstylnych;
Sprawdzenie całkowitego usunięcia powietrza ze sterylizowanych produktów.
· Metoda kontroli bakteriologicznej.
Oznaczanie skuteczności metodą bakteriologiczną w sterylizatorze parowym przeprowadza się za pomocą testów zawierających zarodniki B. Stearothermophilus zgodnie z metodologią zatwierdzoną przez Ministerstwo Zdrowia Federacji Rosyjskiej.
· Sterowanie operacyjne sterylizacją parową.
Przeprowadzić za pomocą wskaźników chemicznych o zintegrowanym działaniu (termicznym).
Wskaźniki topnienia, takie jak tiomocznik, kwas benzoesowy itp., nie są wskaźnikami sterylności, ponieważ rejestrują jedynie temperaturę, ale nie uwzględniają czasu utrzymywania sterylizacji (czasu sterylizacji). Wskaźniki winarowe IS-120 i IS-132, a także w sterylizatorze powietrznym, zmieniają kolor na standardowy dopiero po poddaniu ich działaniu temperatury sterylizacji przez cały czas trwania sterylizacji.
Przy każdym cyklu paski wskaźnikowe umieszczane są w punktach kontrolnych sterylizatora. Jeśli kolor wskaźnika w którymkolwiek miejscu jest jaśniejszy niż standardowy, wszystkie produkty uważa się za niesterylne.
Projektowanie i organizacja pracy GUS
Dział sterylizacji wykonuje:
a) akceptacja używanych instrumentów;
b) demontaż, sortowanie, czyszczenie narzędzi i wyrobów medycznych
miejsce docelowe skogo;
c) pakowanie i sterylizacja narzędzi, materiałów, wyrobów miedzianych
Spotkanie Qing;
d) wydawanie sterylnych narzędzi, materiałów i produktów
jednorazowego użytku;
e) samokontrola jakości czyszczenia przed sterylizacją oraz
wydajność sprzętu do sterylizacji;
e) prowadzenie dokumentacji.
Zespół obiektów GUS i ich powierzchnia muszą być zgodne z SNIP
11-69-78 placówka służby zdrowia.
Jeśli nie ma możliwości posiadania pełnego zestawu pomieszczeń, można
ogranicz się do następującego minimum:
Przyjęcie;
Mycie;
Przygotowawczy;
Sterylizacja;
Pomieszczenie do przechowywania sterylnych narzędzi i materiałów.
Należy przewidzieć podział GUS na dwie odrębne
strefy (sterylne i niesterylne) oraz organizacja 2 strumieni technologicznych:
1 strumień - obróbka i sterylizacja narzędzi, wyrobów gumowych;
Strumień 2 - przygotowanie i sterylizacja bielizny i opatrunków.
Dla wygody dezynfekcji ściany i podłogi pomieszczeń GUS muszą posiadać powłokę higieniczną (płytki pokrywające całą powierzchnię
ściany lub do wysokości 210 cm; sufity pomalowane farbą olejną).
Pomieszczenia scentralizowanego działu sterylizacji powinny
być podłączony do zimnej i ciepłej wody; mieć dosyć
nowe naturalne światło; wyposażone w wentylację nawiewno-wywiewną.
Sterylizatornia i pomieszczenie do przechowywania sterylnych narzędzi
pojemniki i materiały muszą być wyposażone w lampy bakteriobójcze
(OBN-200 lub OBN-350, jeden naświetlacz na 30 metrów sześciennych pomieszczenia).
W recepcji sprawdź ilość i jakość dostawy
zebrane z oddziałów, biur, obszarów strzykawek, igieł, narzędzi,
materiały; sortować i zapisywać w dzienniku księgowym wszystkie otrzymane
do materiału do sterylizacji.
Recepcja wyposażona jest w stoły robocze, tace, tace, artykuły papiernicze
stół i krzesła.
Pralnia. W myjni przeprowadzane jest dokładne czyszczenie mechaniczne
narzędzi z pozostałości leków i krwi.
Pralnia musi być wyposażona w następujące wyposażenie:
Wanny do roztworów czyszczących;
Kotły wodne;
Półautomatyczne lub automatyczne myjnie
strzykawki, igły;
Destylatory;
Maszyny do mycia narzędzi;
Termometry.
Strzykawki, igły, instrumenty, wyroby gumowe zanurza się w specjalnym
kąpiele sanitarne z roztworem czyszczącym.
Przetwarzanie strzykawek rozpoczyna się od małych rozmiarów. W nagrzanym pomieszczeniu
strzykawki z roztworem detergentu (od 40 do 50 °C w zależności od detergentu).
zanurzyć na 15 minut, po czym dokładnie umyć w tym samym roztworze o godz
za pomocą wacików bawełnianych lub gazików.
Igły zanurza się w roztworze myjącym z obowiązkowym wypełnieniem
strata. Aby to zrobić, należy pobrać roztwór czyszczący do każdej igły.
za pomocą specjalnie przeznaczonej do tego strzykawki, aż do całkowitego wyparcia powietrza
z kanału igły.
Po 15 minutach opłukać igły roztworem myjącym i oczyścić nim kaniule
przy użyciu improwizowanych środków. Cewniki, sondy, systemy do transfuzji
krew i substytuty krwi są całkowicie zanurzone w roztworze płuczącym w a
w obelżywy sposób. Instrumenty myjemy w roztworze czyszczącym za pomocą wacika
ale gaziki, szczoteczki, sondy do uszu, gruszki, które powinny być
zlokalizowana w miejscu przetwarzania. Samokontrola po czyszczeniu
jakość czyszczenia narzędzi z krwi, tłuszczu, alkalicznych składników powierzchniowo czynnych.
Preparat przygotowawczy (opakowanie). W pomieszczeniu przygotowawczym produkują
suszenie i pakowanie narzędzi, strzykawek, igieł, wyrobów gumowych. Przed-
Wszystkie narzędzia poddawane suszeniu na powietrzu poddawane są dokładnemu suszeniu.
metodą sterylizacji, w temperaturze 80-90°C przez 15-30 minut. Przed upadkiem
Kucie sprawdza jakość narzędzi, igieł i strzykawek.
Strzykawki są sterylizowane rozłożone na części, każdy zestaw jest pakowany
(strzykawka i 2 igły) w 2-warstwowym miękkim opakowaniu lub w 1-warstwowych torebkach papierowych
żołnierz amerykański. Do przyklejenia wolnego końca worka użyj 10% kleju poliwinylowego
alkohol lub 5% pasta skrobiowa. Dopuszczalne jest zamykanie opakowań
następnie dwukrotnie złóż ich wolny koniec i zabezpiecz dwoma nitkami
spinacze. Można stosować opakowania kombinowane,
na przykład „Steriking” (Finlandia), po umieszczeniu produktów w tych opakowaniach, oni
końcówki poddawane są klejeniu termicznemu.
Bielizna chirurgiczna, opatrunki, wyroby gumowe
umieszczane w skrzynkach sterylizacyjnych równolegle do ruchu pary.
Instrumenty chirurgiczne są dostarczane do określonego rodzaju operacji.
(opatrunki) i sterylizowane w pudełkach do sterylizacji lub pakowane po 2
warstwa miękkiego opakowania (tkanina, papier, pergamin).
Po zakończeniu pakowania do każdego opakowania lub opakowania umieszczane są chemikalia.
wskaźniki monitorowania skuteczności sterylizacji. Na workach ze strzykawkami
w pozostałej części należy podać jedynie datę sterylizacji (ręcznie lub stemplem).
produktów - na metce dołączonej do zestawu produktów w miękkich opakowaniach lub do
pudełko do sterylizacji, należy podać nazwę produktu, datę sterylizacji
oraz podpis osoby przeprowadzającej sterylizację.
W dzienniku zapisuje się nazwę sterylizowanego produktu i nazwisko
osobę, która przeprowadziła pakowanie i sterylizację oraz datę sterylizacji.
Zapakowane produkty przekazywane są do sterylizatorni.
Pakowalnia wyposażona jest w następujący sprzęt:
Suszarki;
stoły robocze;
Sterylizacja. Materiał przygotowany do sterylizacji zgodnie z
aktualne opakowania dostarczane są na wózkach transportowych do strefy niesterylnej
załadowane do sterylizatorów. Sterylizacja odbywa się za pomocą pary, powietrza
lub metody gazowe. Wybór metody sterylizacji zależy od materiałów
zawarte w składzie produktów sterylizowanych.
Pracując ze sterylizatorami powietrza, należy wziąć pod uwagę:
Warunkiem jest równomierny rozkład gorącego powietrza w całym pomieszczeniu
całą komorę sterylizacyjną, co osiąga się poprzez prawidłowe załadowanie urządzenia;
Sterylizatory powietrza ładuje się w temperaturze pokojowej.
Odliczanie czasu sterylizacji rozpoczyna się od wymaganego momentu
zmienna temperatura (180 lub 160°C w zależności od trybu sterylizacji);
Rozładunek odbywa się w temperaturze komory nie wyższej niż 40-50°C.
Ułóż rowery w taki sposób, aby pasek był perforowany
lub pokrywa znajdowała się prostopadle do kierunku przepływu pary
Duże bixy są zwykle umieszczane pod tylną ścianą;
Od pokrywy (drzwi) sterylizatora pojemniki są umieszczone w pewnej odległości
mniej niż 15 cm;
Biksy z bawełną ustawia się z dala od kranu parowego;
Podczas rozładunku pasek na torbie jest zamykany bezpośrednio w komorze.
Sterylizatornia wyposażona jest w różnego rodzaju powietrze i parę
sterylizatory do rowów, stół roboczy.
Sterylizatornia powinna posiadać torbę ze sterylnymi prześcieradłami,
którymi sterylne pojemniki są przykryte bezpośrednio po wyładunku do czasu ich ochłodzenia
zarządzania w celu zapobiegania wtórnym zanieczyszczeniom.
Tryb pracy sterylizatorów jest zapisywany w dzienniku.
Wyprawa. Podczas wyprawy produkują:
Odbiór sterylnych narzędzi i materiałów ze sterylizacji
sala nogo;
Sortowanie i kompletowanie instrumentów według życzeń od
biura, oddziały, lokalna sieć klinik.
Wysterylizowane instrumenty przechowuje się na stojakach lub
szafki, których półki są oznaczone obszarami, pomieszczeniami klinicznymi.
Aby zapobiec możliwemu naruszeniu integralności i sterylności
paczki z narzędziami można umieścić w pudełkach, aby tego nie robiły
pasowały blisko siebie i nie były zbyt luźne.
Sprzęt wyprawowy:
Szafki do przechowywania materiałów sterylnych;
Stojaki do przechowywania materiałów sterylnych;
Stoły mobilne;
Obliczanie strzykawek, igieł, narzędzi wielokrotnego użytku
produkowane w oparciu o potrzebę posiadania potrójnego zaopatrzenia (zmiana)
w związku z bieżącymi potrzebami placówek służby zdrowia (jedna zmiana w gabinetach, dla studentów
dreny, drugi – w sterylizatorni, trzeci – zapasowy).
Kontrola nad CSC i sprzętem do sterylizacji.
Odpowiedzialność za organizację scentralizowanej sterylizacji
dział, racjonalne rozmieszczenie personelu i kontrola nad jego pracą
powierzone głównemu lekarzowi placówki medycznej.
Służba sanitarno-epidemiologiczna prowadzi działania profilaktyczne
oraz stały nadzór sanitarny GUS.
Profilaktyczny nadzór sanitarny. Prowadzone od strony pro-
projekt przed uruchomieniem scentralizowanej jednostki sterylizacji
dział. Projektując nową placówkę medyczną, zapewniają
rozmieszczenie GUS, jego układ, pełny zespół pomieszczeń i ich powierzchnie zgodnie z
zgodność z dokumentami regulacyjnymi.
Organizując centralny ośrodek leczniczy w działającej placówce medycznej,
W takim przypadku należy przestrzegać podstawowych zasad jego rozmieszczenia i planowania.
1. Zasada odizolowania centralnego zakładu opieki zdrowotnej od pozostałych pomieszczeń zakładu leczniczego.
2. Zasada podziału na strefy funkcjonalne, cel i rozmieszczenie
przesłanki odpowiadają racjonalnej realizacji procesu technologicznego
sa i nie narusza reżimu panującego w Centralnym Ośrodku Ubezpieczeń Społecznych.
3. Zasada podziału na strefy, tj. wydzielenie wszystkich pomieszczeń technologicznych
procesu na strefy: sterylną i niesterylną.
4. Zasada wątków z przydziałem poszczególnych wątków przetwarzających:
Pościel i opatrunki;
Narzędzia, strzykawki, igły itp.;
Rękawiczki w izolowanym, nieprzeniknionym pomieszczeniu.
Wymiary i wystrój pomieszczeń ustalane są w zależności od przeznaczenia
informacje o każdym z nich, mocy centralnego ośrodka przetwarzania i wykorzystywanego sprzętu.
Bieżący nadzór sanitarny nad scentralizowanymi sterylizatorniami
działy obejmują:
a) ocena stanu sanitarnego:
Naruszenia sanitarne i techniczne (dostawa wody, kanalizacja, wentylacja)
połączenie, integralność wykończenia itp.);
Kwestie reżimowe (nieprzestrzeganie przepisów ruchu drogowego, wpuszczanie osób z zewnątrz).
osób, przedwczesna zmiana kombinezonu itp.);
Środki dezynfekcji (codzienne i ogólne czyszczenie za pomocą
zmiana środków dezynfekcyjnych, ich przygotowanie i przechowywanie, zawartość
znajomość ADV, rozmieszczenia, mocy i godzin pracy lamp bakteriobójczych);
Kontrola bakteriologiczna stanu sanitarnego GUS;
b) ocena organizacji etapów pracy:
Metody i technologia czyszczenia przed sterylizacją;
Jakość czyszczenia przed sterylizacją, częstotliwość i objętość samoczyszczenia
kontrola;
Jakość opakowania i jego zgodność z metodą sterylizacji;
Gęstość załadunku sterylizatorów;
Wybór metody i przestrzeganie reżimów sterylizacji;
Rozładunek ze sterylizatorów i warunki chłodzenia opakowań;
Warunki przechowywania, transportu i wydawania opakowań sterylnych;
Odpowiednia dokumentacja;
Kontrola sterylności wyrobów medycznych;
c) kontrola pracy sterylizatorów metodami fizycznymi, chemicznymi i biologicznymi.
działy TsGSEN, stacja dezynfekcji jednocześnie z kontrolą dezynfekcji
reżimów zakaźnych i sanitarno-higienicznych w różnych placówkach służby zdrowia
profilu oraz w placówkach opiekuńczych co najmniej raz na kwartał.
Obiektywne metody kontroli w centralnym ośrodku kontroli.
1. Kontrola bakteriologiczna stanu sanitarnego GUS wraz z oceną
poziom ogólnego zanieczyszczenia powietrza i powierzchni.
2. Oznaczanie stężenia, zawartości substancji czynnej
społeczeństwo (ADV) w środkach dezynfekcyjnych przeprowadza się:
a) metodą ekspresową,
b) metoda laboratoryjna.
3. Azopiramiczny, amidopiryczny, fenoloftaleinowy, sudański
badania jakości obróbki przedsterylizacyjnej.
4. Operacyjne metody obiektywnej kontroli pracy sterylizatorów
5. Testy bakteryjne z kultur testowych żaroodpornych w celach kontrolnych
Do obsługi sterylizatorów.
6. Kontrola sterylności narzędzi i materiałów.
Kontrola bakteriologiczna stanu sanitarnego GUS.
Przedmiot badań podczas prowadzenia badań bakteriologicznych
monitorowanie stanu sanitarnego scentralizowanych pomieszczeń sterylizacyjnych
Przedziałem jest powietrze i powierzchnie różnych obiektów
obszary sterylne i niesterylne.
Powierzchnie. Ocena stanu sanitarnego GUS dokonywana jest na podstawie
nowa definicja całkowitego skażenia mikroorganizmami poziomymi
powierzchnie różnych obiektów: biurka, szafki nocne, witryny dostawcze,
półki, stojaki, wózki, tace, powierzchnie aktualnie nieużywane
moment wyposażenia itp.
Prawidłowe określenie zanieczyszczenia powierzchni
płukanie mikroorganizmami przeprowadza się za pomocą szablonu o boku 100
metrów powierzchni. Przed każdym myciem szablon jest wypalany
płomień lampy alkoholowej i postaw ją na powierzchni, z której będziesz czerpać spłuczkę.
Waciki na patyczkach w probówkach nie
dodaje się roztwór soli. Przed wykonaniem płukania krawędzie tubki
ulegają oparzeniu, następnie dociskając sztyft do dna, zwilż wacik i
wyrównać na całej powierzchni wewnątrz ramy szablonu. Po wykonaniu
Po przepłukaniu sztyft umieszcza się w probówkach tak, aby wymaz był
znajdował się w roztworze soli. Probówki są owinięte w papier i
przesłane do laboratorium tego samego dnia.
Po zaszczepieniu próbek na szalkach Petriego agarem z peptonem mięsnym, umieszcza się je
Umieścić w termostacie w temperaturze 37°C na 24 godziny. Następnie na zewnątrz termostatu o godz
odstawić na kolejny dzień w temperaturze pokojowej, policzyć kolonie i
obliczyć liczbę ciał drobnoustrojów na 100 cm2 powierzchni.
Monitorując stan sanitarny GUS przeprowadza się co najmniej 10 wymywania
przy każdym badaniu.
Powietrze. Badanie próbek powietrza pod kątem ogólnego skażenia
mogą być wytwarzane przez mikroorganizmy dwoma metodami.
1) Metoda aspiracyjna daje najbardziej wiarygodne wyniki. Ogrodzenie
pobieranie próbek powietrza odbywa się za pomocą aparatu Krotowa i Khafizowa. Przechwytywanie mikro-
roorganizmów opiera się na uderzeniowo-uderzeniowym działaniu strumienia powietrza, skierowanego
umieszczone na pożywce na szalce Petriego.
2) Metoda sedymentacji opiera się na zasadzie osadzania się drobnoustrojów
otworzyć szalki Petriego z pożywką. Podczas pracy tą metodą
konieczne jest wyeliminowanie w jak największym stopniu wszystkich sztucznych prądów powietrza: zamknąć
drzwi, nawiewniki, wyłącz wentylację, nie chodź itp. Metoda nie daje
możliwość dokładnego określenia skażenia powietrza.
Otwarte szalki Petriego pozostawia się na 10 minut, a następnie zamyka.
zawinięte w ten sam papier i przesłane do laboratorium.
Ocena stanu sanitarnego sterylizacji centralnej
podziału dokonuje się poprzez porównanie wyników badań ze wskaźnikami
maksymalne dopuszczalne zanieczyszczenie mikroorganizmami powietrza i
powierzchnie.
Wysoki poziom skażenia bakteryjnego powietrza i powierzchni
stwarza ryzyko ponownego zakażenia materiałów sterylizowanych w BOK,
ponieważ Podczas chłodzenia wewnątrz opakowań wytwarza się podciśnienie. Opakowanie
praktycznie nieszczelny, a zatem przy wyrównywaniu ciśnienia przez nieszczelny
W rezultacie z pomieszczenia zasysane jest niesterylne powietrze. Tą drogą
Zatem, gdy powietrze i powierzchnie są silnie zanieczyszczone, należy działać skutecznie
sterylizację sprzętu można zredukować do zera.
Monitorowanie pracy sterylizatora metodami operacyjnymi.
Sprawdzenie temperatury sterylizacji przy użyciu maksimum
termometry i badania chemiczne są operacyjnymi metodami kontroli,
umożliwienie pracownikom codziennego monitorowania osiągnięć określonych
temperaturę w danym punkcie komory sterylizacyjnej i wewnątrz opakowania lub
Kontrola sterylizatorów parowych i powietrznych odbywa się podczas załadunku
jak zwykle w komorze sterylizacyjnej, bo skuteczność sterylizacji
zależy od gęstości załadunku urządzenia, opakowania samych bixów i ich układania w stosy.
Liczba punktów kontrolnych w parze (tab. 3) i powietrzu (tab. 4)
sterylizatorów zależy od wielkości komory sterylizacyjnej.
Kontrola sterylizacji obejmuje monitorowanie pracy sterylizatorów, sprawdzanie parametrów trybów sterylizacji i ocenę jej efektywności.
Praca sterylizatorów jest monitorowana zgodnie z obowiązującymi dokumentami metodami: fizyczną (przy użyciu oprzyrządowania), chemiczną (przy użyciu wskaźników chemicznych) i bakteriologiczną (przy użyciu wskaźników biologicznych). Parametry trybów sterylizacji kontrolowane są metodami fizycznymi i chemicznymi.
Skuteczność sterylizacji ocenia się na podstawie wyników badań bakteriologicznych podczas monitorowania sterylności wyrobów medycznych.
Kontrolę sterylności przeprowadza się poprzez bezpośrednie zaszczepienie produktów (zanurzenie) w pożywce lub poprzez opłukanie sterylną pęsetą i sterylną gazikową serwetką, przetarcie produktu zwilżoną wodą pitną, każdą serwetkę umieszcza się w osobnej probówce (butelce) z odżywką średni. Materiał nie jest sterylny w czasie rozwoju mikroflory (gronkowce, E. coli, salmonella, Pseudomonas aeruginosa).
Metody fizyczne
Metody kontroli fizycznej przeprowadza się za pomocą środków pomiaru temperatury (termometry, termopary), ciśnienia (manometry,
manometry i podciśnienie) oraz czas (timery). Nowoczesne sterylizatory wyposażone są także w urządzenia rejestrujące rejestrujące indywidualne parametry każdego cyklu sterylizacji.
Metody chemiczne
Wskaźniki przeznaczone są do monitorowania parametrów krytycznych procesu sterylizacji. Parametrami krytycznymi są: dla metody sterylizacji parowej – temperatura, czas oddziaływania tej temperatury, para wodna nasycona; dla metody sterylizacji powietrznej – temperatura i czas działania tej temperatury; dla metod sterylizacji gazowej – stężenie stosowanego gazu, temperatura, czas ekspozycji, poziom wilgotności względnej; w przypadku sterylizacji radiacyjnej - całkowita pochłonięta dawka.
W 1995 roku Międzynarodowa Organizacja Normalizacyjna (ISO) opublikowała dokument „Sterylizacja wyrobów medycznych – Wskaźniki chemiczne – Część 1”.
Od stycznia 2002 roku w Rosji obowiązuje norma GOST R ISO 11140-1 „Sterylizacja wyrobów medycznych. Wskaźniki chemiczne. Wymagania ogólne”. Zgodnie z tym dokumentem wskaźniki chemiczne dzielą się na sześć klas.
Wskaźniki i integratory
Zakład Higieny Ogólnej z Ekologią
Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A.
KONSERWACJA ŻYWNOŚCI I JEJ OCENA HIGIENICZNA
Instruktaż w dyscyplinie „Higiena”
W zakresie szkoleń „Pediatria”
Isachanow Aleksander Lewanowicz, kierownik katedry higieny ogólnej z ekologią, profesor nadzwyczajny, kandydat nauk medycznych
Gavrilova Julia Aleksandrovna, starszy wykładowca wydziału higieny ogólnej i ekologii, kandydat nauk medycznych
Recenzenci:
Sołowiew Wiktor Aleksandrowicz, kierownik Wydziału Szkolenia Mobilizacyjnego w zakresie Zdrowia i Medycyny Katastrof, Federalna Państwowa Budżetowa Instytucja Edukacyjna Szkolnictwa Wyższego YSMU Ministerstwa Zdrowia Rosji
Khudoyan Zadine Gurgenovna, profesor nadzwyczajny Katedry Chorób Zakaźnych, Epidemiologii i Zakażeń Dziecięcych, kandydat nauk medycznych
Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A. Konserwacja żywności i jej ocena higieniczna. – Jarosław, YSMU, 2017. – 68 stron.
W podręczniku edukacyjnym przedstawiono główne aspekty teoretyczne metod utrwalania żywności i ich oceny higienicznej, omówiono pytania do samodzielnego przygotowania i dyskusji oraz materiał do lekcji praktycznej na temat: „Higieniczna ocena metod utrwalania żywności”.
Podręcznik edukacyjny przeznaczony jest dla studentów uczelni medycznych studiujących na specjalności „Pediatria” , studenci studiujący na kierunku „Higiena”.
Zatwierdzony do druku przez UMU 16 października 2017 r
© Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A., 2017
©Jarosławski Państwowy Uniwersytet Medyczny, 2017
Wstęp 4
1. Konserwacja żywności. Klasyfikacja
metody konserwowania według K.S. Pietrowski 6
Konserwowanie poprzez wystawienie na działanie temperatury
czynniki. Konserwowanie w wysokiej temperaturze 9
Puszkowanie w niskiej temperaturze 19
Puszkowanie przy użyciu pola UHF 22
Puszkowanie poprzez odwodnienie (suszenie) 24
Konserwacja za pomocą promieniowania jonizującego 27
Utrwalanie poprzez zmianę właściwości podłoża 31
Konserwacja poprzez zmianę (zwiększenie) osmotyki 31
ciśnienie
Utrwalanie poprzez zmianę stężenia jonów wodorowych 34
Konserwacja chemikaliami 36
Połączone metody konserwacji 53
Badania żywności w puszkach 59
Załącznik 63
Pytania do samodzielnego przygotowania i dyskusji podczas lekcji praktycznej 63
Zadania z formularza testowego na samokontrolę 64
Standardy zadań w formularzu testu samokontroli 66
Referencje 67
WSTĘP
Prowadzona jest prawna regulacja stosunków w zakresie zapewnienia jakości i bezpieczeństwa produktów spożywczych Ustawa federalna nr 29-FZ „O jakości i bezpieczeństwie produktów spożywczych” z dnia 2 stycznia 2000 r (zmieniony 13 lipca 2015 r.), inne ustawy federalne i inne regulacyjne akty prawne Federacji Rosyjskiej przyjęte zgodnie z nimi.
Kontrola jakości i bezpieczeństwa produktów spożywczych, od których zależy stan zdrowia ludności i długość jej życia, jest jednym z zadań Państwowego Nadzoru Sanitarno-Epidemiologicznego.
Już w czasach starożytnych ludzie znali kilka sposobów konserwowania żywności: zamrażanie, suszenie, solenie, fermentowanie. Wszystkie te metody polegały na pozbawieniu mikroorganizmu przynajmniej jednego z warunków jego normalnego istnienia.
Najmłodszą metodą konserwacji jest sterylizacja (stosowanie wysokich temperatur) – ma już około 200 lat. Wynalazcą tej metody był francuski naukowiec Górny. Jej odkrycie przez długi czas byłoby nieznane, jednak w czasie wojny napoleońskiej armia potrzebowała pilnie świeżej żywności, a nie tylko suszonej. W związku z tym ogłoszono konkurs na produkcję produktów spożywczych, które przez długi czas zachowywałyby swoje pierwotne właściwości i nadawały się do wykorzystania w warunkach polowych. W konkursie tym wziął także udział królewski szef kuchni Upper.
Istota jego odkrycia była następująca: naczynie szklane napełniono produktem, zapieczętowano, związano mocnym drutem, a następnie umieszczono w łaźni wodnej i gotowano przez pewien czas.
W skład komisji wszedł wybitny chemik Gay-Lussac. Specjalizował się w badaniu właściwości gazów. I właśnie z tego punktu widzenia podszedł do tej technologii. Przeanalizował pustą przestrzeń pojemnika, nie znalazł tam powietrza i doszedł do wniosku, że konserwy starczają na długo, bo w puszkach nie ma tlenu. O tym, że psucie się żywności powodują mikroorganizmy, dowiemy się dopiero pół wieku później z prac Louisa Pasteura. W 1812 roku Apper po raz pierwszy zorganizował Dom Appertów, w którym produkowano konserwy z zielonego groszku, pomidorów, fasoli, moreli i wiśni w postaci soków, zup i bulionów.
Początkowo konserwy produkowano wyłącznie w opakowaniach szklanych. Pojemniki blaszane pojawiły się w Anglii w 1820 roku. Niektórzy historycy przypisują Appertowi również użycie autoklawu ciśnieniowego do sterylizacji. Inni uważają, że ta metoda sugeruje Szybciej w 1839 i Izaaka Zinslowa w 1843.
W tym samym czasie w Rosji pracował nad problemami konserwowania V. N. Karozin. Opracował technologię suchych proszków z różnych produktów roślinnych i soków. W Rosji pierwszą fabrykę konserw do przetwarzania zielonego groszku założył w 1875 roku w guberni jarosławskiej Francuz Malion. Mniej więcej w tym samym czasie w Symferopolu pojawiła się fabryka konserw do produkcji dżemów i konserw owocowych. Te fabryki konserw działały przez 3-4 miesiące w roku.
Cel tej instrukcji: poznanie higienicznych i środowiskowych aspektów metod utrwalania żywności jako czynnika zachowania jej właściwości odżywczych, zapewnienie odpowiedniego żywienia populacji, mającego na celu zapewnienie prawidłowego wzrostu, rozwoju organizmu, wysokiego poziomu jego wydajności i optymalnego życia człowieka oczekiwanie.
Przyszli lekarze stoją przed zadaniem zbadania problemów związanych z wpływem metod konserwowania na zachowanie podstawowych właściwości żywności jako czynnika wpływającego na zdrowie jednostki i całej populacji.
Praca z materiałem zawartym w podręczniku kształtuje kompetencje zawodowe i ogólnozawodowe studentów: OPK-5 (umiejętność i chęć analizowania wyników własnych działań w celu zapobiegania błędom zawodowym) oraz PK-1 (umiejętność i gotowość do wdrożenia zespół środków mających na celu zachowanie i wzmocnienie zdrowia, obejmujący kształtowanie zdrowego stylu życia, zapobieganie występowaniu i (lub) rozprzestrzenianiu się chorób...).
1. KONSERWACJA ŻYWNOŚCI. KLASYFIKACJA METOD KONSERWACJI
PRZEZ K.S. Pietrowski
Jedzenie w puszce(od łac. konserwować – oszczędzać) to produkty spożywcze pochodzenia roślinnego lub zwierzęcego, specjalnie przetworzone i nadające się do długotrwałego przechowywania.
Konserwowanie– to techniczna obróbka produktów spożywczych (produkcja konserw) mająca na celu zahamowanie aktywności życiowej mikroorganizmów w celu zabezpieczenia ich przed zepsuciem podczas długotrwałego (w porównaniu do konwencjonalnych produktów tych grup) przechowywania.
Psucie się jest spowodowane głównie działaniem mikroorganizmów, a także niepożądaną aktywnością niektórych enzymów wchodzących w skład samych produktów. Wszystkie metody konserwacji sprowadzają się do zniszczenia drobnoustrojów i enzymów lub stworzenia niekorzystnych warunków dla ich działania.
Konserwy zajmują ważne miejsce w diecie ludności wszystkich krajów.
Rozwój konserwacji żywności pozwala zminimalizować wpływy sezonowe i zapewnić różnorodną gamę produktów spożywczych przez cały rok, zwłaszcza warzywa, owoce, jagody i ich soki.
Wysoki poziom rozwoju konserwowania umożliwia transport żywności na duże odległości, a tym samym sprawia, że rzadkie produkty są dostępne do spożycia we wszystkich krajach, niezależnie od odległości i warunków klimatycznych.
Powszechny rozwój konserwowania żywności ułatwił postęp techniczny w technologii produkcji konserw, a także badania, rozwój naukowy i wdrażanie nowych, wysoce skutecznych metod.
Cechą tych metod jest ich wysoka skuteczność, wyrażająca się w połączeniu wysokiej stabilności podczas długotrwałego przechowywania z maksymalnym zachowaniem naturalnych właściwości odżywczych, smakowych i biologicznych produktów konserwowych.
Metody konserwowania stosowane w nowoczesnych warunkach, a także metody przetwarzania produktów w celu przedłużenia ich trwałości można usystematyzować w następującej formie (według K.S. Petrovsky'ego).
A. Konserwowanie poprzez działanie czynników temperaturowych.
1. Konserwowanie w wysokiej temperaturze:
a) sterylizacja;
b) pasteryzacja.
2. Puszkowanie w niskiej temperaturze:
a) chłodzenie;
b) zamrożenie.
3. Konserwacja za pomocą pola o ultrawysokiej częstotliwości.
B. Konserwowanie poprzez odwodnienie (suszenie).
1. Odwodnienie (suszenie) pod ciśnieniem atmosferycznym:
a) suszenie naturalne, słoneczne;
b) suszenie sztuczne (komorowe) – strumieniowe, natryskowe, foliowe.
2. Odwodnienie w warunkach próżniowych:
a) suszenie próżniowe;
b) liofilizacja (liofilizacja).
B. Konserwacja poprzez promieniowanie jonizujące.
1. Radapertyzacja.
2. Radurizacja.
3. Promieniowanie.
D. Konserwacja poprzez zmianę właściwości podłoża.
1. Wzrost ciśnienia osmotycznego:
a) konserwowanie poprzez marynowanie;
b) konserwowanie z cukrem.
2. Zwiększanie stężenia jonów wodorowych:
a) marynowanie;
b) marynowanie.
D. Konserwacja chemikaliami.
1. Konserwacja za pomocą środków antyseptycznych.
2. Konserwacja antybiotykami.
3. Stosowanie przeciwutleniaczy.
E. Połączone metody konserwowania.
1. Palenie.
2. Konserwacja.
Z powyższej klasyfikacji jasno wynika, że do konserwacji produktów istnieje wystarczająca liczba metod konserwacji, które pozwalają na ich konserwację przez długi czas przy najmniejszych zmianach składu chemicznego i minimalnym zanieczyszczeniu bakteryjnym.
2. KONSERWACJA POD WPŁYWEM CZYNNIKÓW TEMPERATURY: KONSERWACJA ŻYWNOŚCI PRZY UŻYCIU WYSOKIEJ TEMPERATURY
Konserwowanie w wysokiej temperaturze jest jedną z najpowszechniejszych metod. Stosowanie odpowiednich poziomów i reżimów temperaturowych w celu konserwacji opiera się na danych naukowych dotyczących odporności różnych typów mikroorganizmów na temperaturę. W temperaturze 60°C większość wegetatywnych form mikroorganizmów ginie w ciągu 1–10 minut. Istnieją jednak bakterie termofilne, które mogą przetrwać w temperaturach do 80°C.
Zniszczenie form wegetatywnych i zarodników bakterii w celu bezpośredniego spożycia produktu można przeprowadzić poprzez gotowanie i autoklawowanie.
Wrzenie (100°C). Zagotowanie produktu w ciągu kilku minut jest śmiertelne dla form wegetatywnych wszystkich rodzajów mikroorganizmów. Wyraźnie odporna na wysokie temperatury sprzeczanie się bakteria. Aby je dezaktywować, wymagane jest gotowanie przez 2–3 godziny lub dłużej (np. zarodniki Cl. botulinum giną w temperaturze 100 ° C przez 5–6 godzin).
Autoklawowanie (120°C lub więcej). Aby przyspieszyć śmierć, stosuje się zarodniki wyższe temperatury, przekraczającą temperaturę wrzenia. Ogrzewanie w autoklawy przy podwyższonym ciśnieniu pozwala podnieść w nich temperaturę do 120°С i więcej. Podczas sterylizacji w autoklawie możliwa jest inaktywacja zarodników w ciągu 30 min - 1 h. Istnieją jednak zarodniki bardzo oporne (np. Cl. botulinum typ A), których inaktywacja wymaga dłuższego autoklawowania.
Konserwowanie w wysokich temperaturach przeprowadza się metodami sterylizacji i pasteryzacji.
Sterylizacja. Metoda ta polega na uwolnieniu produktu od wszelkich form mikroorganizmów, w tym także zarodników. Aby zapewnić niezawodny efekt sterylizacji, ważny jest stopień początkowego skażenia bakteryjnego konserwy przed sterylizacją oraz przestrzeganie reżimu sterylizacji. Im bardziej zanieczyszczony jest sterylizowany produkt, tym większe prawdopodobieństwo obecności żaroodpornych form mikroorganizmów (zarodników) i ich przeżycia podczas procesu sterylizacji.
Reżim sterylizacji ustala się na podstawie specjalnej formuły, która została opracowana z uwzględnieniem rodzaju konserwy, przewodności cieplnej konserwy, jej kwasowości, stopnia zanieczyszczenia surowców, wielkości puszek, itp. W zależności od tych wskaźników określa się temperaturę i czas trwania sterylizacji.
Podczas konserwowania przy użyciu tej metody sterylizacja stosuje się dość intensywne (powyżej 100°C) i długotrwałe (ponad 30 min) efekty temperaturowe. Zazwyczaj konserwowanie odbywa się w temperaturze 108–120°C przez 40–90 minut.
Takie reżimy prowadzą do znacznych zmiany strukturalne w substancji produktu konserwowego, zmiany w jego składzie chemicznym, zniszczenie witamin i enzymów, zmiany właściwości organoleptycznych. Metoda konserwowania poprzez sterylizację w wysokiej temperaturze zapewnia długotrwałe przechowywanie konserw.
W przypadku produktów płynnych (mleko itp.) stosuje się specjalne metody szybkiej sterylizacji w wysokiej temperaturze.
Tyndalizacja. Jest to metoda sterylizacji frakcyjnej, która polega na wielokrotnym poddawaniu sterylizowanych przedmiotów działaniu temperatury 100°C przepływającą parą wodną w odstępach 24 godzinnych.
W okresach pomiędzy nagrzewaniami przedmioty przechowuje się w warunkach sprzyjających kiełkowaniu zarodników w temperaturze 25–37°C.
Ryż. 1. Johna Tyndalla
W tej temperaturze zarodniki przekształcają się w komórki wegetatywne, które szybko obumierają przy następnym podgrzaniu materiału do 100°C.
Tyndallizację jako metodę opracował angielski fizyk John Tyndall w latach 1820-1893 (ryc. 1). Stosowany jest głównie do sterylizacji płynów i produktów spożywczych psujących się w temperaturze powyżej 100°C, do sterylizacji leków w zakładach farmaceutycznych, do sterylizacji roztworów niektórych leków termolabilnych produkowanych w ampułkach, w mikrobiologii do sterylizacji niektórych pożywek, a także do tzw. konserwowania na gorąco produktów spożywczych w specjalnych urządzeniach z termostatami (ryc. 2).
Tyndalizację przeprowadza się w następujący sposób:
a) trzy do czterech razy w temperaturze 100° C przez 20-30 minut;
6) trzykrotnie – w temperaturze 70–80°C przez godzinę;
c) pięć razy - w temperaturze 60-65 ° C przez godzinę.
Ryż. 2. Podpalacz
Monitorowanie skuteczności sterylizacji
Kontrola mikrobiologiczna przeprowadzane przed i po sterylizacji. Poprzez selektywne badania bakteriologiczne przeprowadzane przed sterylizacją starają się ustalić stopień skażenia bakteryjnego sterylizowanego produktu, a w przypadku jego wzrostu określić przyczyny tego stanu. Po sterylizacji przeprowadza się badania bakteriologiczne w celu identyfikacji pozostałości mikroflory. Wykrycie niektórych rodzajów mikroorganizmów przenoszących zarodniki (B. subtilis, B. tesentericus itp.) nie jest powodem do odrzucenia konserw, ponieważ zazwyczaj zarodniki tych bakterii znajdują się w stanie zawieszenia.
Aby sprawdzić skuteczność sterylizacji, można zastosować metodę selektywnej ekspozycji termostatycznej, która polega na umieszczeniu wybranej z partii konserwy na 100 dni w komorze termostatycznej w temperaturze 37°C na 10 dni. Jeżeli w konserwach pozostała mikroflora, która zachowała swoją żywotność, kiełkuje i powoduje psucie się konserw, czemu towarzyszy bombardowanie(obrzęk puszki). Jednak rozwojowi niektórych rodzajów mikroorganizmów nie towarzyszy tworzenie się gazów, dlatego nie dochodzi do bombardowań, a te niskiej jakości konserwy nie są odrzucane. Zatem nie we wszystkich przypadkach przetrzymywanie termostatyczne ujawnia złą jakość konserw.
Najważniejszym warunkiem utrzymania dobrej jakości konserw jest szczelność. Ten ostatni sprawdzany jest fabrycznie w specjalnym aparacie Bombago. Słoik umieszcza się w hermetycznie zamkniętym zbiorniku wypełnionym przegotowaną wodą, z którego za pomocą pompy próżniowej odpompowuje się powietrze. W takim przypadku powietrze z nieuszczelnionej puszki zaczyna przedostawać się do wody w postaci strumienia bąbelków, co świadczy o braku szczelności produktu.
Pasteryzacja.
Jest to metoda dezynfekcji cieczy organicznych poprzez podgrzanie ich do temperatury poniżej 100°, kiedy giną jedynie wegetatywne formy mikroorganizmów.
Technologię tę zaproponował w połowie XIX wieku francuski mikrobiolog (ryc. 3) Louis Pasteur. W latach sześćdziesiątych XIX wieku. Louis Pasteur odkrył, że można zapobiec psuciu się wina i piwa, podgrzewając napoje do temperatury 56°C.
Ryż. 3. Ludwik Pasteur
Powszechnie stosowana jest pasteryzacja produktów spożywczych, których jakość i właściwości organoleptyczne znacznie się pogarszają po podgrzaniu powyżej 100° (np. pasteryzacja mleka, śmietany, soków owocowych, owocowych i jagodowych oraz innych, głównie płynnych produktów spożywczych). . Jednocześnie produkty są wolne od nieposiadających zarodników mikroorganizmów chorobotwórczych, drożdży, pleśni (zanieczyszczenie mikrobiologiczne zmniejsza się o 99-99,5%).
Efekt pasteryzacji można osiągnąć przy niższej temperaturze i mniejszym narażeniu niż podczas sterylizacji, dlatego też podczas procesu pasteryzacji produkt poddawany jest minimalnym niekorzystnym wpływom temperatury, co pozwala na niemal całkowite zachowanie jego właściwości biologicznych, smakowych i innych naturalnych.
Ta metoda służy wyłącznie do inaktywacji wegetatywny form mikroorganizmów, skutkując nie tyle wydłużeniem okresu przydatności do spożycia produktów, co ich uwolnieniem od żywotnych mikroorganizmów chorobotwórczych dur brzuszny, prątki gruźlicy i prątki brucelozy, a także niektóre inne patogeny.
Pasteryzacja to jedna z najlepszych metod konserwowania owoców i warzyw w domu. Pozwala zminimalizować utratę witamin oraz niepożądane zmiany w smaku i wyglądzie produktów. Dodatkowo produkt staje się częściowo lub całkowicie gotowy do spożycia bez dodatkowego gotowania. Metody konserwowania w wysokich temperaturach można porównać korzystając z tabeli nr 1.
Tabela nr 1.
Charakterystyka porównawcza metod konserwacji z wykorzystaniem wysokiej temperatury
metoda | t°С | Czas | Obiekt wpływu | Negatywne właściwości metody | Pozytywne właściwości metody | Konserwy |
Wrzenie | 100°C | 2 - 3 minuty od 2 do 6 godzin | Formy wegetatywne Spory | Efekt tymczasowy Do zniszczenia zarodników wymagane jest długie gotowanie | Szybkie wyniki | Wszelkie potrawy przygotowywane w domu lub w dowolnej placówce gastronomicznej |
Autoklawowanie | 120°C i więcej | od 30 do 60 min. | Formy wegetatywne, zarodniki | Zwiększone zagrożenie wybuchem systemu | Formy wegetatywne i zarodniki są niszczone, świeżość żywności zostaje zachowana | Materiały opatrunkowe, pościel, sprzęt, roztwory, pakowana żywność w puszkach |
Sterylizacja Tindalizacja | od 108 do 120°C 100°C 25-37°C | 40-90 minut | Formy wegetatywne | Zmiany w strukturze substancji produktu, jego składzie chemicznym, organoleptyce, niszczeniu witamin, enzymów | Długotrwałe przechowywanie konserw | Mleko, mięso, konserwy rybne |
Pasteryzacja | od 65 do 90°С | 1-20 minut | Formy wegetatywne | Krótki okres trwałości produktów, nie niszczy zarodników | Zachowanie witamin, składu chemicznego, smaku produktu | Mleko, Soki owocowe i warzywne |
W zależności od reżimu temperaturowego rozróżnia się pasteryzację niską i wysoką (tabela nr 2).
Tabela nr 2
Rodzaje pasteryzacji w zależności od temperatury
Niska pasteryzacja (długoterminowa) przeprowadzane w temperaturze nie przekraczającej 65°C. W temperaturze 63–65 °C większość form wegetatywnych mikroorganizmów nie zawierających przetrwalników ginie w ciągu pierwszych 10 minut. Prawie niską pasteryzację przeprowadza się z pewnym marginesem gwarancji przez co najmniej 20 minut, a dokładniej w ciągu 30–40 minut.
Wysoka pasteryzacja (krótka) oznacza krótkotrwałą (nie dłuższą niż 1 min) ekspozycję na pasteryzowany produkt w wysokiej temperaturze ( 85–90°C), co jest dość skuteczne wobec patogennej mikroflory niezarodnikowej, a jednocześnie nie powoduje znaczących zmian w naturalnych właściwościach pasteryzowanych produktów. Pasteryzacji poddawane są głównie płynne produkty spożywcze, głównie mleko, soki owocowe, warzywne itp.
Natychmiastowy pasteryzacja (w temperaturze 98°C przez kilka sekund).
W warunkach przemysłowych w specjalistycznej instalacji stosowane są różne tryby pasteryzacji (ryc. 4).
Ryż. 4. Pasteryzator do mleka
Ultra pasteryzacja powstaje poprzez kilkusekundowe podgrzanie produktu do temperatury powyżej 100°C. Obecnie do produkcji mleka przeznaczonego do długotrwałego przechowywania stosuje się ultrapasteryzację. W tym przypadku mleko podgrzewane jest przez jedną sekundę do temperatury 132°C, co pozwala na przechowywanie opakowanego mleka przez kilka miesięcy.
Stosuje się dwie metody ultrapasteryzacji:
1. kontakt cieczy z podgrzaną powierzchnią o temperaturze 125–140°C
2. bezpośrednie mieszanie pary sterylnej o temperaturze 135–140°C
W literaturze anglojęzycznej ta metoda pasteryzacji nazywa się UHT - przetwarzanie w ultrawysokiej temperaturze, w literaturze rosyjskojęzycznej używa się terminu „pasteryzacja aseptyczna”.
Pasteryzacja w domu przeprowadza się w łaźni wodnej, do której biorą zbiornik z szerokim dnem, w którym można umieścić kilka butelek tej samej wielkości.
Na dnie umieszcza się dodatkowe drewniane lub metalowe dno (wysokość 2,5-3 cm) z otworami, które od góry przykrywa się płótnem.
Następnie do łaźni wodnej wlewa się wodę. Jego poziom zależy od sposobu zasklepiania. Konserwy w opakowaniach tylko jednej wielkości pasteryzowane są w jednym pojemniku. Należy również pamiętać, że puszki czy butelki nie powinny stykać się ze sobą ani z metalowymi częściami zbiornika.
Aby zapobiec stłuczeniu naczyń szklanych, temperatura wody nie powinna być wyższa niż temperatura konserwy. Aby skrócić czas podgrzewania wody do temperatury pasteryzacji i szybko zniszczyć enzymy, owoce i warzywa zalewa się gorącym syropem lub wylewa 1–2 cm poniżej krawędzi szyjki.
Czas podgrzewania wody nie powinien przekraczać 15 minut dla puszek i butelek półlitrowych, 20 minut dla butelek jedno- i dwulitrowych, 25 minut dla butli trzylitrowych.
Po zakończeniu procesu pasteryzacji lub sterylizacji słoiki i butelki są wyjmowane z wody za pomocą specjalnego zacisku. Jeśli używasz zaciskanych metalowych pokrywek, zamknij nimi słoiki za pomocą ręcznej zgrzewarki. Zamknięte słoiki kilka razy zwija się na stole i ustawia do góry nogami, aż do całkowitego wystygnięcia.
Specjalny rodzaj sterylizacji cieplnej - gorące nadzienie. Produkt podgrzewa się do wrzenia, natychmiast wlewa do sterylnego podgrzewanego pojemnika i zamyka. W pojemniku o odpowiedniej pojemności (2–3 litry) zapas ciepła zawarty w gorącym produkcie jest wystarczający do uzyskania efektu pasteryzacji.
Gdy słoiki ostygną, zdejmij zaciski i sprawdź szczelność zamknięcia. Jeśli powietrze dostanie się do puszki przez uszczelkę, słychać charakterystyczny syczący dźwięk. Piana tworzy się w pobliżu miejsca, w którym powietrze dostaje się do słoika. Po pewnym czasie pokrywki te otwierają się łatwo. W takim przypadku ustalana jest i eliminowana przyczyna wady.
Pokrywy polietylenowe najpierw trzyma się we wrzącej wodzie przez kilka minut, a następnie zamyka się nimi szklane słoiki na gorąco.
KONSERWACJA W NISKIEJ TEMPERATURZE
Konserwowanie w niskich temperaturach to jedna z najlepszych metod długotrwałego utrwalania łatwo psujących się produktów przy minimalnych zmianach ich naturalnych właściwości i stosunkowo niewielkich stratach składników biologicznych - witamin, enzymów itp. Odporność mikroorganizmów na niskie temperatury jest różna w zależności od rodzaju drobnoustrojów. W temperaturze 2°C i niższej rozwój większości mikroorganizmów zatrzymuje się.
Oprócz tego istnieją mikroorganizmy (psychrofile), które mogą rozwijać się w niskich temperaturach (od –5 do –10 ° C). Należą do nich wiele grzyby i pleśnie. Niskie temperatury nie powodują śmierci mikroorganizmów, a jedynie spowalniają lub całkowicie zatrzymują ich rozwój. Wiele drobnoustrojów chorobotwórczych, w tym formy niezarodnikowe (pałeczki duru brzusznego, gronkowce, niektórzy przedstawiciele salmonelli itp.), mogą przetrwać w mrożonych produktach spożywczych przez kilka miesięcy. Ustalono eksperymentalnie, że gdy łatwo psująca się żywność, taka jak mięso, jest przechowywana w temperaturze (-6°C), liczba bakterii powoli maleje w ciągu 90 dni. Po tym okresie zaczyna rosnąć, co świadczy o rozpoczęciu procesu namnażania się bakterii. Podczas długotrwałego przechowywania (6 miesięcy i dłużej) w lodówkach należy utrzymywać temperaturę nie wyższą (-12°C). Jełczeniu tłuszczu w przechowywanej tłustej żywności można zapobiec, obniżając temperaturę do (-30°C). Można konserwować w niskiej temperaturze chłodzenie i zamrażanie.
Chłodzenie. Przewiduje się zapewnienie temperatury w grubości wyrobu w zakresie 0 - 4°C. W tym przypadku w komorach utrzymywana jest temperatura od 0 do 2°C przy wilgotności względnej nie wyższej niż 85%. Puszkowanie w lodówce pomaga opóźnić rozwój produktu nie zawierający zarodników mikroflorę, a także ograniczają intensywność procesów autolitycznych i oksydacyjnych nawet do 20 dni. Mięso konserwuje się najczęściej metodą chłodzenia. Mięso chłodzone to najlepszy rodzaj mięsa przeznaczony do sprzedaży w sieciach handlowych.
Zamrażanie. Po zamrożeniu w komórkach i tkankach produktów konserwowych zachodzą znaczące zmiany strukturalne związane z powstawaniem kryształki lodu i zwiększone ciśnienie wewnątrzkomórkowe. W niektórych przypadkach zmiany te są nieodwracalne i mrożonki (po rozmrożeniu) znacznie różnią się od świeżych. Uzyskanie produktu o najmniejszych zmianach w strukturze i maksymalnej odwracalności jest możliwe tylko przy pomocy „szybkie zamrażanie” Zwiększenie prędkości zamrażania jest jednym z głównych czynników zapewniających wysoką jakość mrożonek. Im wyższa szybkość zamarzania, tym mniejszy rozmiar utworzonych kryształków lodu i większa ich liczba.
Te drobne kryształki rozmieszczone są bardziej równomiernie w tkance mięśniowej, tworzą większą powierzchnię kontaktu z koloidami i nie deformują komórek. Podczas rozmrażania takich produktów osiąga się najwyższą odwracalność procesów zamrażania i najpełniejszy powrót wody do otaczających koloidów. Ponadto witaminy są dobrze zachowane w szybko mrożonych produktach spożywczych. Przy powolnym zamrażaniu następują nieodwracalne zmiany strukturalne w wyniku tworzenia się dużych kryształków lodu, które odkształcają elementy komórkowe, po rozmrożeniu woda nie wraca całkowicie do koloidów, a produkt ulega odwodnieniu.
Szybkość zamrażania przekłada się także na intensywność rozwoju mikroflory w zamrożonych produktach podczas przechowywania.
Sposób rozmrażania ma również duży wpływ na jakość produktu i jego skażenie bakteryjne ( rozmrażanie). Przy szybkim rozmrażaniu obserwuje się duże straty składników odżywczych, ekstraktów i substancji biologicznie czynnych. Ze względu na to, że szybkie rozmrażanie odbywa się w wysokich temperaturach, obserwuje się także intensywny rozwój mikroorganizmów. Do rozmrażania mięsa najlepiej nadaje się powolne rozmrażanie, a w przypadku owoców i jagód najlepsze jest szybkie rozmrażanie.
We współczesnych warunkach zadaniem jest zapewnienie ciągłości łańcucha chłodniczego w promocji produktów łatwo psujących się i mrożonych z miejsc ich produkcji do miejsc sprzedaży i konsumpcji. Szczególne znaczenie ma powszechne zastosowanie w produkcji żywności, sieciach handlowych i gastronomii publicznej urządzeń chłodniczych: lodówek magazynowych o różnej (przeważnie dużej) pojemności, komór chłodniczych o różnej pojemności, szaf chłodniczych, lad chłodniczych, transportu chłodniczego (pociągi i chłodnie), samochody, statki – lodówki, pojazdy chłodnie) i inne izotermiczne urządzenia chłodnicze, pozwalające na pełną ciągłość promocji produktów łatwo psujących się w niskich temperaturach.
Technologia chłodnicza uległa znacznemu rozwojowi i jest nadal udoskonalana. Nowoczesne urządzenia chłodnicze wyposażone są w oparciu o obieg czynnika chłodniczego w układzie zamkniętym z naprzemiennymi procesami parowania i kondensacji. Procesowi odparowania czynnika chłodniczego towarzyszy znaczna absorpcja ciepła z otoczenia, w wyniku czego objawia się efekt chłodzenia. Powtarzając wielokrotnie proces odparowania czynnika chłodniczego, można uzyskać zadany poziom ujemnej temperatury w komorze. Odparowanie czynnika chłodniczego, czyli jego przejście ze stanu ciekłego w stan pary, następuje w specjalnym parowniku. Kondensacja par czynnika chłodniczego odbywa się poprzez sprężenie ich w specjalnych sprężarkach, a następnie skraplanie oparów do stanu ciekłego w specjalnych skraplaczach.
Jako czynniki chłodnicze w urządzeniach chłodniczych stosuje się różnorodne substancje, wśród których najbardziej rozpowszechnione są amoniak i freony. Amoniak stosowany jest w agregatach chłodniczych dużej mocy o wydajności chłodniczej do 133 888 kJ/h (32 000 kcal/h) i większej. Amoniak uwolniony do powietrza w pomieszczeniach stwarza zagrożenie dla zdrowia. Maksymalne dopuszczalne stężenie amoniaku w powietrzu w pomieszczeniu wynosi 0,02 mg/l. Aby zapewnić bezpieczeństwo, pomieszczenia, w których zainstalowane są agregaty chłodnicze, muszą być wyposażone w wentylację o współczynniku wymiany powietrza co najmniej 10 m 3 na godzinę na każde 4184 J (1000 kal).
Freony wypadają korzystnie w porównaniu z amoniakiem, ponieważ są nieszkodliwe i bezwonne. Są ognioodporne i niewybuchowe. W przemyśle chłodniczym stosuje się freony różnych marek: freon-12, freon-13, freon-22, freon-113 itp. Freony są szeroko stosowane w produkcji urządzeń chłodniczych dla przedsiębiorstw handlowych i gastronomicznych, a także Szafy chłodnicze do użytku domowego. W ostatnim czasie znacznie wzrosło zastosowanie freonów w agregatach chłodniczych dużej mocy – do 104 600 kJ (25 000 kcal/h) i więcej.
Do chłodzenia i zamrażania produktów spożywczych wykorzystuje się także lód naturalny i sztuczny, mieszaniny lodu i soli (w tym lód eutektyczny) oraz suchy lód (stały dwutlenek węgla). Suchy lód służy głównie do chłodzenia lodów w sprzedaży detalicznej.
KONSERWOWANIE Z KORZYSTANIE Z POLA UHF
Ta metoda konserwowania polega na tym, że pod wpływem pola UHF produkt spożywczy ulega szybkiej sterylizacji. Produkty zamknięte w hermetycznie zamkniętych pojemnikach i umieszczone w strefie fal ultrawysokich częstotliwości są podgrzewane do wrzenia w ciągu 30–50 sekund i tym samym sterylizowane.
Normalne ogrzewanie trwa długo i następuje stopniowo od obrzeża do środka poprzez konwekcję. Co więcej, im niższa przewodność cieplna podgrzewanego produktu, tym trudniej jest w nim powstać prądów konwekcyjnych, tym dłużej trwa podgrzewanie produktu. Ogrzewanie przebiega inaczej w polu UHF: trzy punkty produktowe. W przypadku stosowania prądów UHF przewodność cieplna produktu nie ma znaczenia i nie wpływa na szybkość nagrzewania produktu.
Konserwowanie prądami Super wysoko (UKF) I Super wysoko(kuchenka mikrofalowa) częstotliwość opiera się na tym, że w wyrobie umieszczonym w polu elektromagnetycznym prądu przemiennego o wysokiej częstotliwości następuje wzmożony ruch naładowanych cząstek, a to prowadzi do wzrostu temperatury produktu do 100 o C i więcej. Produkty zamknięte w hermetycznych pojemnikach i umieszczone w strefie fal ultrawysokich częstotliwości podgrzewane są do wrzenia w ciągu 30-50 sekund.
Śmierć mikroorganizmów podczas podgrzewania produktów w polu mikrofalowym następuje znacznie szybciej niż podczas sterylizacji termicznej, w wyniku tego, że ruchom oscylacyjnym cząstek w komórkach mikroorganizmów towarzyszy nie tylko wydzielanie ciepła, ale także polaryzacja zjawiska wpływające na ich funkcje życiowe. Zatem sterylizacja mięsa i ryb w polu mikrofalowym w temperaturze 145 o C zajmuje 3 minuty, podczas gdy konwencjonalna sterylizacja trwa 40 minut w temperaturze 115-118 o C. Metoda konserwowania prądami o ultrawysokiej i wysokiej częstotliwości ma znalazło praktyczne zastosowanie w przemyśle owocowo-warzywnym Do sterylizacji soków owocowych i warzywnych, w gastronomii publicznej, do przygotowania różnych potraw wykorzystuje się prądy mikrofalowe.
3. KONSERWACJA POPRZEZ ODwodnienie (suszenie)
Suszenie to jedna z najstarszych metod długotrwałego utrwalania żywności, zwłaszcza owoców i ryb, a także mięsa i warzyw. Działanie konserwujące odwodnienia opiera się na ustanie aktywności mikroorganizmów podczas utrzymywania wilgoć w produktach spożywczych mniej 15% . Większość mikroorganizmów rozwija się normalnie, gdy produkt zawiera co najmniej 30% wody. W puszce poprzez odwodnienie mikroorganizmy wpadają w stan zawieszenia ożywienia, a po zwilżeniu produktu odzyskują zdolność do rozwoju.
Pod wpływem suszenia w produktach dochodzi do szeregu zmian strukturalnych i chemicznych, którym towarzyszy znaczne zniszczenie takich układów biologicznych jak witaminy i enzymy. Puszkowanie poprzez odwodnienie można przeprowadzić pod ciśnieniem atmosferycznym (suszenie naturalne i sztuczne) oraz w warunkach próżniowych (suszenie próżniowe i liofilizacja).
Naturalne (słoneczne) suszenie jest procesem dość długotrwałym, dlatego suszone produkty mogą ulegać infekcjom i ogólnemu zanieczyszczeniu. Suszenie słoneczne jest możliwe tylko w obszarach o dużej liczbie słonecznych dni. Wszystko to ogranicza przemysłowe zastosowanie naturalnych metod suszenia na masową skalę.
W Uzbekistanie i Tatarstanie wysokiej jakości suszone owoce (morele, rodzynki itp.), Które są znane na całym świecie, są przygotowywane w drodze naturalnego suszenia słonecznego. Rodzaj naturalnego suszenia to wysuszenie, za pomocą którego przygotowuje się vobla i barana, ryby i białą rybę.
Sztuczne suszenie może odbywać się strumieniowo, natryskowo i foliowo. Metoda strumieniowa jest najprostszym rodzajem suszenia przemysłowego.
Suszenie strumieniowe służy do suszenia produktów płynnych (mleko, jaja, sok pomidorowy itp.) i odbywa się metodą natryskową. Produkty rozpylane są przez dyszę do postaci drobnej zawiesiny (wielkość cząstek 5–125 µm) w specjalnej komorze z poruszającym się gorącym powietrzem (temperatura 90–150°C). Zawiesina wysycha natychmiast i osadza się w postaci proszku w specjalnych odbiornikach. Ruch powietrza i usuwanie wilgoci z komór suszarniczych zapewnia system urządzeń wentylacyjnych.
Suszenie rozpyłowe można przeprowadzić w komorach z szybko obracającym się dyskiem, na który cienkim strumieniem kierowane jest podgrzane mleko. Dysk rozpyla ciecz w drobny pył, który jest suszony przez napływające do niego gorące powietrze. Krótki czas działania, pomimo wysokiej temperatury, metodą natryskową zapewnia niewielkie zmiany w składzie suszu, który łatwo odtworzyć.
W metodzie kontaktowo-filmowej suszenie polega na zetknięciu (nałożeniu) suszonego produktu (mleka itp.) z nagrzaną powierzchnią obracającego się bębna, a następnie usunięciu wysuszonego produktu (folii) za pomocą specjalnego noża (skrobaczki). . Ten sposób suszenia charakteryzuje się znacznymi zmianami strukturalnymi suszonego produktu, denaturacją jego składników i mniejszą podatnością na redukowanie podczas hydratacji. Na przykład rozpuszczalność mleka w proszku przetworzonego folią wynosi 80–85%, podczas gdy mleko suszone rozpyłowo ma rozpuszczalność 97–99%.
Suszenie próżniowe. Suszenie to przeprowadza się w warunkach próżniowych w niskiej temperaturze nieprzekraczającej 50°C. Ma wiele zalet w porównaniu do suszenia atmosferycznego. Suszenie próżniowe zapewnia w największym stopniu zachowanie witamin i naturalnych właściwości smakowych! produkt suszony. Zatem w wyniku suszenia jaj pod ciśnieniem atmosferycznym zniszczenie witaminy A sięga 30–50%, a przy suszeniu próżniowym jej utrata nie przekracza 5–7%.
Liofilizacja to najnowocześniejsza i najbardziej obiecująca metoda utrwalania żywności. Metoda ta zapewnia najdoskonalsze suszenie przy maksymalnym zachowaniu naturalnych, odżywczych, organoleptycznych i biologicznych właściwości produktu. Cechą szczególną metody jest to, że wilgoć z zamrożonych produktów jest usuwana bezpośrednio z kryształków lodu z pominięciem fazy ciekłej.
We współczesnych instalacjach do sublimacji główną częścią jest sublimator (rys. 5), czyli metalowa, cylindryczna komora z kulistymi dyskami, w której umieszcza się suszone produkty spożywcze i wytwarza się głęboką próżnię. Do skroplenia pary wodnej stosuje się specjalne skraplacze - zamrażarki, chłodzone freonowymi lub amoniakowymi agregatami chłodniczymi. Agregaty wyposażone są w rotacyjne olejowe pompy próżniowe z urządzeniem balastowym gazowym. Podczas pracy instalacji zapewniona jest szczelność sublimatora - skraplacza, wszystkich rurociągów i części wchodzących w skład układu próżniowego.
W przypadku liofilizacji występują trzy okresy suszenia. W Pierwszy W okresie po załadowaniu suszonego produktu w sublimatorze powstaje wysokie podciśnienie, pod wpływem którego następuje szybkie odparowanie wilgoci z produktów, a te same zamarzają. Jednocześnie temperatura produktów gwałtownie spada (–17°C i poniżej). Samozamrożenie następuje w ciągu 15–25 minut z szybkością 0,5–1,5°C na minutę. Samozamrażanie usuwa 15–18% wilgoci z żywności.
Pozostała ilość wilgoci (około 80%) jest usuwana z produktów sublimowanych podczas procesu drugi okres suszenia, który rozpoczyna się od momentu ustalenia w produktach stabilnej temperatury około 15–20°C. Liofilizacja polega na podgrzaniu płyt, na których umieszczane są suszone produkty. W tym przypadku produkty samozamrożone w pierwszym okresie nie rozmrażają się, a kryształki lodu znajdujące się w produkcie odparowują omijając fazę ciekłą. Czas trwania drugiego okresu zależy od charakteru suszonego produktu, jego wagi, wilgotności i wynosi od 10 do 20 godzin.
Ryż. 5. Sublimator
Trzeci Okres ten polega na termicznym suszeniu próżniowym, podczas którego usuwana jest z produktu pozostała wilgoć związana absorpcją. Podczas procesu termicznego suszenia próżniowego temperatura suszonych produktów stopniowo wzrasta do 45–50°C przy ciśnieniu w sublimatorze 199,98–333,31 Pa (1,5–2,5 mm Hg). Czas termicznego suszenia próżniowego wynosi 3–4 h. Ważną właściwością produktów liofilizowanych jest ich łatwa odwracalność, czyli regeneracja poprzez dodanie wody.
Najbardziej obiecujące jest liofilizacja produktów spożywczych z wykorzystaniem ogrzewania dielektrycznego prądami o wysokiej częstotliwości. W takim przypadku czas suszenia ulega kilkukrotnemu skróceniu.
4. KONSERWACJA Z WYKORZYSTANIEM PROMIENIOWANIA JONIZUJĄCEGO
Istota metody
Konserwowanie za pomocą promieniowania jonizującego pozwala na zachowanie przez długi czas naturalnych właściwości odżywczych i biologicznych produktów spożywczych. Cechą tej konserwy jest to, że wywołuje efekt sterylizacji bez zwiększania temperatury. Dlatego konserwowanie za pomocą promieniowania jonizującego zaczęto nazywać sterylizacją na zimno lub pasteryzacją na zimno.
Mechanizm akcji
Kiedy na produkt działa promieniowanie jonizujące, ulega on jonizacji cząsteczek organicznych, radiolizie wody oraz powstawaniu wolnych rodników i różnych wysoce reaktywnych związków.
Do oceny działania konserwującego i ewentualnych zmian w substancji produktu, a także do określenia sposobu konserwacji za pomocą promieniowania jonizującego, należy wziąć pod uwagę ilość energii jonizującej pochłoniętej przez substancję podczas naświetlania produktu . Jednostką pochłoniętej dawki jest szary.
Sterylizujące dawki promieniowania jonizującego nie są takie same dla różnych organizmów. Ustalono schemat, że im mniejszy organizm i im prostsza jest jego budowa, tym większa jest jego odporność na promieniowanie i dlatego do jego inaktywacji potrzebne są większe dawki promieniowania. Zatem, aby zapewnić całkowity efekt pasteryzacji, czyli uwolnienie produktu spożywczego od wegetatywnych form mikroorganizmów, wymagana jest dawka promieniowania z zakresu 0,005–0,012 MGy (mega Gray). Aby inaktywować formy zarodników, wymagana jest dawka co najmniej 0,03 MGy. Zarodniki kl. są szczególnie odporne na promieniowanie jonizujące. botulinum, którego zniszczenie jest możliwe przy zastosowaniu dużych dawek promieniowania (0,04–0,05 MGy). Aby inaktywować wirusy, potrzebny jest jeszcze wyższy poziom promieniowania.
W przypadku stosowania promieniowania jonizującego do oddziaływania na żywność rozróżnia się takie terminy jak radappertyzacja, raduryzacja i radizydacja.
Radapertyzacja– sterylizacja radiacyjna, która niemal całkowicie hamuje rozwój mikroorganizmów wpływających na stabilność produktu podczas przechowywania. W tym przypadku stosuje się dawki rzędu 10-25 kGy (kilogray). Radapertyzację stosuje się w przetwarzaniu produktów spożywczych przeznaczonych do długotrwałego przechowywania w różnych, w tym niekorzystnych, warunkach.
Raduryzacja– pasteryzacja radiacyjna produktów spożywczych dawkami około 5-8 kGy, zapewniająca zmniejszenie skażenia mikrobiologicznego produktów i wydłużenie ich trwałości.
Materiały z II Sympozjum Naukowego na temat znaczenia wskaźników biologicznych dla kontroli sterylizacji, które odbyło się w Moskwie 9 grudnia 1998 r.
MI. Levi, Yu.G. Suchkow, V.Ya. Bessonova, Yu.S. Zueva, V.G. Ślizkowa, M.M. Livshits, N.N. Pankova, G.I. Ruban, S.M. Savenko, A.P. Mityukow, I.I. Kornev, A.I. Woronkow
Centrum laboratorium badawczego MGCD, KB UD Prezydenta Federacji Rosyjskiej,
Moskiewska Akademia Medyczna nazwana na cześć. Sieczenowa, Centralny Szpital Kliniczny MC UD Prezydenta Federacji Rosyjskiej
Aby obliczyć średnią liczbę żywotnych zarodników na wskaźnik biologiczny, zaleca się skorzystanie z rozkładu Poissona. Liniowy charakter zależności logarytmu liczby żywych komórek od czasu sterylizacji nie znajduje potwierdzenia w wynikach eksperymentalnych. Zastosowanie znacznej liczby wskaźników biologicznych, pożywki o dużej zawartości informacji i długich okresów hodowli wskaźników biologicznych w eksperymentach mających na celu kontrolę sterylizacji umożliwiło wykrywanie w nich żywotnych zarodników po sterylizacji częściej niż zwykle i w prawie wszystkich trybach stosowanych w ćwiczyć. Wysianie zawartości wskaźników biologicznych po sterylizacji na pożywkę stałą potwierdziło zgodność rozkładu płytek Petriego według liczby wyhodowanych kolonii z rozkładem Poissona, co oznacza losowy i izolowany rozkład żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych. W niektórych doświadczeniach liczba wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami po stosunkowo długich okresach sterylizacji przewyższała liczbę wskaźników biologicznych po krótkich okresach sterylizacji, czego nie dało się wytłumaczyć w ramach przyjętych poglądów na temat sterylizacji. Przyjęliśmy, że sterylizacja jest procesem samooscylacyjnym tłumionym falowo, co stanowi istotę zależności logarytmu liczby żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych od czasu sterylizacji.
Monitoring sterylizatorów stosowanych w placówkach medycznych w Moskwie wykazał, że we wszystkich przypadkach po sterylizacji pozostały wskaźniki biologiczne zawierające żywe zarodniki. Prawdopodobieństwo niezadowalających wyników analizy wskaźników biologicznych zalecanych w normach (10 -6) jest znacznie mniejsze niż osiągane w naszych badaniach.
Eksperymentalna sterylizacja parowa odcinków kanalików z materiałów syntetycznych po czyszczeniu przed sterylizacją dała niekorzystne wyniki podobne do tych uzyskanych przy użyciu wskaźników biologicznych.
Liczba żywych zarodników we wskaźniku biologicznym po sterylizacji jest wartością probabilistyczną, a ich wykrycie zależy od liczby wskaźników w komorze sterylizacyjnej, jakości pożywki i czasu hodowli w odpowiedniej temperaturze.
Odpowiednim narzędziem oceny skuteczności sterylizacji są wskaźniki biologiczne, które w dużej mierze symulują wyroby medyczne zanieczyszczone mikroorganizmami poddawanymi sterylizacji. Ten ostatni jest zbędny w tym sensie, że ma na celu zniszczenie szeregu drobnoustrojów, których zwykle nie ma na produktach, ale których w zasadzie nie można wykluczyć, nawet w rzadkich przypadkach. Dlatego wskaźniki biologiczne zawierają zarodniki odporne na środek sterylizujący w ilości o 2-3 rzędy wielkości większej niż ilość zwykle spotykana na produktach sterylizowanych. Podejście takie podyktowane jest powszechnym stosowaniem sterylizacji w praktyce lekarskiej oraz koniecznością wyeliminowania ryzyka zakażenia osób chorych i zdrowych na skutek nieskutecznej sterylizacji.
Ponieważ większość badaczy stoi na stanowisku, że logarytm liczby mikroorganizmów we wskaźniku biologicznym lub na wyrobach medycznych jest funkcją liniową czasu sterylizacji, ramy czasowe można wyliczyć z wystarczającą pewnością. Do chwili obecnej w praktyce stosuje się kilka rodzajów sterylizacji - parę, gorące powietrze, gaz, promieniowanie, promieniowanie i kilka innych. Istnieją znani duzi producenci sprzętu do sterylizacji - „MMM”, „Luki”, „Johnson and Johnson” itp.
Postanowiliśmy określić optymalne warunki stosowania wskaźników biologicznych w procesie sterylizacji. Głównym przedmiotem badań były biologiczne wskaźniki oceny sterylizacji parowej. Wskaźniki biologiczne zostały przygotowane i ocenione w naszym laboratorium zgodnie z przyjętymi normami. W trakcie prezentacji uzyskanych wyników opisano cechy metodologiczne tego badania.
Ilekroć przygotowuje się kolejną partię zarodników Bacillus stearothermophilus pod kątem wskaźników biologicznych kontrolujących sterylizację parową, bada się ich odporność cieplną. Wymagane jest, aby gotowe wskaźniki biologiczne (około 10 6 zarodników na wskaźnik) zawierały żywe zarodniki po 5 minutach sterylizacji parą wodną w temperaturze 120-121 o C, ale nie zawierały żadnych zarodników po 15 minutach sterylizacji w określonych warunkach. Produkowane przez naszą instytucję serie produkcyjne wskaźników biologicznych spełniają te wymagania. Nasze doświadczenie obejmuje już ponad 70 partii produkcyjnych zarodników B. stearothermophilus, z których wytworzono miliony wskaźników biologicznych. Każda seria wskaźników biologicznych była wielokrotnie testowana pod kątem stabilności termicznej, w wyniku czego zgromadziła się spora ilość materiału. Udało nam się sprawdzić, że po 15 minutach w autoklawie w temperaturze 121 o C zwykle nie wykryto żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych, jednak w rzadkich przypadkach na 10 wskaźników (zwykle taką liczbę wskaźników pobierano na ekspozycję), 1 lub 2 testy zawierały spory na żywo.
Międzynarodowe standardy zalecają, aby w celu określenia liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych po różnych ekspozycjach w temperaturze 120-121 o C wysiać zawartość wskaźników na pożywkę stałą, a następnie hodować je w termostacie i liczyć liczbę kolonii . Technikę tę zaleca się w przypadku ekspozycji, w przypadku których oczekuje się wykrycia liczby jednostek tworzących kolonie (CFU) większej niż 50 i mniejszej niż 1000.
W przypadku ekspozycji, w których oczekuje się, że średnia liczba zarodników we wskaźniku biologicznym będzie mniejsza niż 1 (tzn. nie każdy wskaźnik będzie zawierał żywotne zarodniki), do obliczeń zaleca się wykorzystanie rozkładu zdarzeń rzadkich i losowych – współczynnika Poissona dystrybucja.
Poniżej przedstawiono metodę zastosowania rozkładu Poissona do tych celów.
P x = e -m * m x /x!
gdzie P x jest proporcją wskaźników biologicznych z określoną liczbą żywotnych zarodników x;
x to konkretna liczba zarodników we wskaźniku;
X! —
iloczyn liczb całkowitych ciągu x (x-1) (x-2)…[x-(x-1)];
m jest średnią liczbą zarodników w grupie wskaźników biologicznych;
e jest wykładnikiem.
Jeśli pewna liczba wskaźników biologicznych nie zawiera żywych zarodników (x = 0), to
P 0 = k/n,
gdzie k jest liczbą wskaźników biologicznych niezawierających żywych zarodników;
n to liczba wskaźników biologicznych w grupie.
Weźmy logarytm danego równania rozkładu Poissona:
ln P x = ln (e -m * m x /x!).
Biorąc pod uwagę, że 0! = 1 i m 0 = 1, wówczas (ln k - ln n) = -m; m = ln n - ln k.
Innymi słowy, średnia liczba zarodników na wskaźnik biologiczny w grupie jest równa różnicy między logarytmami naturalnymi liczby wszystkich wskaźników biologicznych i liczbą wskaźników biologicznych bez żywych zarodników. Trafność powyższej metody wyznaczania średniej liczby zarodników na wskaźnik biologiczny potwierdza się poprzez posiew na agarze (ryc. 8).
Ryż. 8. Wyniki badań wskaźników biologicznych zarodnikami suszonymi na papierze chromatograficznym (10 6 zarodników wskaźnika biologicznego, sterylizacja parowa 121 o C - 45 minut, wskaźnik typu Atest). Rzędna to liczba wskaźników biologicznych. Lewa kolumna zawiera wyniki badań konwencjonalnych wskaźników biologicznych, prawa kolumna dotyczy wskaźników biologicznych z nową pożywką. Zacieniona część słupków to liczba wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami.
Oto przykład obliczeń. W komorze sterylizacyjnej umieszczono 20 wskaźników biologicznych, a po ekspozycji do każdego wskaźnika biologicznego wlano kolorową pożywkę (seria pożywek stosowana w naszym laboratorium reagowała zmianą koloru na obecność pojedynczych żywych zarodników we wskaźniku biologicznym, gdy hodowane w termostacie w temperaturze 55 o C). Spośród 20 wskaźników biologicznych wykorzystanych w przykładzie, w 14 stwierdzono zmianę barwy pożywki z liliowej na żółtą, a w 6 wskaźnikach barwa pożywki pozostała taka sama po hodowli w termostacie. Stąd m = (ln 20 - ln 6) = 2,996 - 1,792 = 1,204. Teraz, jeśli chcemy uwzględnić tę wartość m w układzie współrzędnych logarytmu dziesiętnego liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych i czasie, musimy przyjąć log m = log 1,204 = 0,081.
W licznych oznaczeniach odporności cieplnej zarodników, sporadycznie obserwowano zjawisko polegające na tym, że 1-2 wskaźniki biologiczne na 10 zawierały żywe zarodniki po 15 minutach autoklawowania. W niektórych eksperymentach rozszerzyliśmy zestaw ekspozycji o ekspozycje 20, 25, 30 i 35 minut. autoklawowanie. W niektórych, choć rzadkich przypadkach, zaobserwowaliśmy obecność żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych nawet po stosunkowo długich ekspozycjach w autoklawie. Interpretacji tak nieoczekiwanych wyników jako przypadkowych nie można było uznać za uprawnioną, gdyż nie miała ona wyjaśnienia. Najbardziej prawdopodobnym założeniem wydawało się istnienie w populacji zarodników osobników odpornych na ciepło, które w związku z tym zachowują żywotność po długotrwałym narażeniu. Jednakże założenie to nie zostało potwierdzone, ponieważ potomstwo zarodników z pożółkłych wskaźników biologicznych po 20-40 minutach autoklawowania wykazywało ten sam poziom odporności na ciepło, co pierwotna zawiesina zarodników.
Oprócz opisanego problemu dodano kolejny, związany z wątpliwościami co do liniowej zależności logarytmu liczby zarodników we wskaźniku biologicznym od czasu sterylizacji. Można odnieść wrażenie, że nawet jeśli obserwuje się zależność liniową, to pojawia się ona tylko w niektórych fragmentach wykresu. Jeśli chodzi o czas zmian barwy pożywki we wskaźnikach biologicznych po autoklawowaniu, w praktyce ograniczono je do 48 godzin (okres ten zalecany jest w instrukcjach obiegowych w Rosji, USA i krajach europejskich, chociaż 10 lat temu , gdy nie stosowano pożywek kolorowych, obserwacja pojawienia się zmętnienia pożywki trwała co najmniej 7 dni). Jednakże w naszych doświadczeniach zauważono, że zmiana barwy pożywki podczas hodowli w termostacie następuje nie tylko w ciągu pierwszych 48 godzin, ale także w kolejnych dniach, szczególnie w przypadku tych wskaźników biologicznych, które pozostały w komorze sterylizacyjnej przez stosunkowo długi czas.
Jeśli w poprzednich latach jako nośnika zarodników używaliśmy fiolek z insuliną, to ostatnio przestawiliśmy się na probówki Eppendorf wykonane z polipropylenu o pojemności 1,5 ml. Pojemnik ten okazał się znacznie wygodniejszym nośnikiem zarodników niż fiolki z insuliną.
Biorąc to wszystko pod uwagę, zdecydowaliśmy się wykorzystać w tym badaniu wskaźniki biologiczne przygotowane w następujący sposób. Zawiesinę zarodników, z której sporządzaliśmy partie produkcyjne wskaźników biologicznych, rozcieńczano wodą destylowaną tak, aby 0,02 ml zawierało wymaganą liczbę zarodników, którą dodawano do każdej probówki Eppendorfa. Następnie pozostawiono wskaźniki biologiczne na 24 godziny. w temperaturze 37 o C w celu wysuszenia zarodników, po czym wskaźnik biologiczny (probówkę Eppendorfa pozostawiono otwartą) umieszczono w specjalnej torbie firmy Wipack Medical, wyposażonej w papierowy wskaźnik wczesnego procesu sterylizacji. Po autoklawowaniu do każdego wskaźnika wsypano po 0,5 ml barwnej pożywki i umieszczono w termostacie w temperaturze 55 o C na 7 dni, codziennie rejestrując zmianę barwy pożywki na żółtą. Jeśli tak się stało, pod koniec autoklawowania uznawano, że żywe zarodniki istnieją.
Łatwo zauważyć, że liczba wskaźników biologicznych, w których można było wykryć żywe przetrwalniki, zależała od początkowej liczby wskaźników umieszczonych w komorze sterylizacyjnej. Jeżeli wskaźniki biologiczne symulują wyroby medyczne skażone mikroorganizmami, to można zasadnie podejrzewać, że proporcja wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami po sterylizacji może odpowiadać proporcji wyrobów medycznych pozostałych w stanie niesterylnym. Taki jest sens stosowania kontroli sterylizacji za pomocą wskaźników biologicznych. Nie można jednak ich zwiększać do dużych liczb, przynajmniej do liczby sterylizowanych wyrobów medycznych. Według standardów przyjętych w Rosji, w stosunkowo małych autoklawach umieszcza się 5 wskaźników biologicznych, a w dużych autoklawach do 13. Wydaje nam się, że wskazana liczba wskaźników biologicznych do badania wad sterylizacji jest wyraźnie niewystarczająca, dlatego w przedstawionych poniżej doświadczeniach zastosowano znacznie większą liczbę wskaźników do kontroli sterylizacji.
Zatem w naszych doświadczeniach wykorzystaliśmy nie tylko większą niż zwykle liczbę wskaźników biologicznych, ale także obserwowaliśmy je przez dłuższy czas po sterylizacji podczas hodowli w termostacie. Ostatecznie uwzględniliśmy nie tylko zalecaną w normach liczbę zarodników we wskaźniku (10 6 zarodników), ale także nieco mniejszą (10 5) i nieco większą (10 7). W większości przypadków w komorze sterylizacyjnej autoklawu nie umieszczano niczego poza wskaźnikami biologicznymi, aby uniknąć zarzutów o przepełnienie komory.
Dane zaprezentowane na ryc. 1 wskazują, że pojedyncze wskaźniki zawierały żywotne zarodniki nawet po 120 minutach autoklawowania (jest rzeczą oczywistą, że w przypadku użycia 5 lub 10 wskaźników biologicznych fakt ten nie zostałby „zauważony”). W tym doświadczeniu wykorzystaliśmy zarodniki dwóch szczepów B. stearothermophilus - VKM-718 (szczep produkcyjny stosowany nie tylko w Rosji, ale także w innych krajach oraz niedawno wyizolowany szczep KK, który ma zwiększoną odporność na ciepło). Nieoczekiwany był fakt, że czasami po 45 lub 60 minutach napotykano wskaźniki z żywymi zarodnikami. autoklawowanie co najmniej po 30 minutach sterylizacji.
Zarodniki B. stearothermophilus | |
VK-718 | Kontrola jakości |
10 7 | 2,2*10 6 |
10 6 | 1,1*10 6 |
10 5 | 0,7*10 6 |
Ryż. 1. Wpływ sterylizacji parowej w autoklawie VK-75 (121 o C bez próżni w komorze sterylizacyjnej) na żywotność zarodników B. stearothermophilus (szczepy VK-718 i KK). Oś rzędnych to liczba wskaźników biologicznych dla każdej ekspozycji (25 wskaźników biologicznych), oś odciętych to czas sterylizacji (min.). Zacieniona część słupków to liczba wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami.
Rozbieżność pomiędzy uzyskanymi danymi a oczekiwanymi zmusiła nas do opracowania nowej pożywki, której możliwości w manifestacji żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych poddanych sterylizacji były znacznie wyższe niż w przypadku poprzedniej pożywki.
Wraz z dotychczasową pożywką przetestowano dwa nowe preparaty, z których jeden okazał się bardzo pouczający (ryc. 2).
Ryż. 2. Wpływ pożywki na manifestację żywotności zarodników B. stearothermophilus we wskaźnikach biologicznych (nośniki - butelki z insuliną lub probówki Eppendorfa) po sterylizacji parą wodną (121 o C - 45 min.). n to liczba wskaźników biologicznych w każdej ekspozycji; zacieniona część słupków to liczba wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami. A - doświadczenia z partią produkcyjną 71, liczba zarodników we wskaźniku biologicznym wynosi 3,4 * 10 5, B - doświadczenia z partią produkcyjną 69, liczba zarodników we wskaźniku biologicznym wynosi 10 6. Liczby 1, 2, 3 oznaczają próbki z różnymi pożywkami.
Zatem wraz ze wzrostem liczby wskaźników biologicznych, wydłużaniem okresu obserwacji wskaźników hodowanych w termostacie, wykorzystaliśmy nie tylko przyjętą pożywkę, ale także nową pożywkę, która okazała się bardziej informacyjna niż poprzednia. Warto wspomnieć, że w jednym opakowaniu umieszczono trzy wskaźniki biologiczne o różnej liczbie zarodników, opakowania umieszczano losowo w komorze sterylizacyjnej, po sterylizacji wskaźniki biologiczne jednocześnie napełniano tą samą serią pożywek i pozostawiano w tym samym termostat. W przypadku stosowania starej i nowej pożywki liczba opakowań podwoiła się.
Jeśli w poprzednich eksperymentach wskaźniki biologiczne autoklawowano w temperaturze 121 o C przez 45 minut, to w doświadczeniu przedstawionym na ryc. 3, wskaźniki biologiczne sterylizowano parą wodną w temperaturze 132 o C (oba tryby przeprowadzono w autoklawie produkcji krajowej —
WK-75).
Ryż. 3. Wpływ sterylizacji parą wodną w temperaturze 132 o C na wskaźniki biologiczne w zależności od początkowej liczby znajdujących się w nich zarodników (10 5, 10 6 i 10 7 oraz czasu autoklawowania wskaźników biologicznych (5, 10, 20, 40 i 60 minut).Wzdłuż rzędnej osi - liczba wskaźników biologicznych w doświadczeniu. W każdej parze kolumn po lewej stronie - wyniki określenia liczby wskaźników biologicznych z żywotnymi zarodnikami w przypadku ich hodowli w zwykłej pożywce, na po prawej - liczba wskaźników biologicznych z żywotnymi zarodnikami, gdy są hodowane na nowej pożywce.Zacieniona część kolumny to liczba wskaźników biologicznych z żywotnymi zarodnikami.
W tych pokazanych na rys. 3 dane wykorzystywały różne ekspozycje, w tym tę (20 min.) zalecaną w odpowiednim trybie. Można zauważyć, że przy pomocy nowej pożywki, a czasem nawet starej, po autoklawowaniu przez 20-60 minut możliwe było wykrycie żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych. Ponadto wydaje się, że czasy autoklawowania wskazane na ryc. 3, nie miał bardzo zauważalnego wpływu na proporcję wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami.
Uzyskane wyniki analizy wskaźników biologicznych po sterylizacji skłoniły nas do scharakteryzowania reżimów sterylizacji parowej akceptowanych w Rosji (ryc. 4). Pierwsze dwa tryby zostały zaimplementowane w aparacie VK-75, a trzeci i czwarty w aparacie firmy MMM (Niemcy). Jest rzeczą oczywistą, że wszystkie urządzenia do sterylizacji wykorzystywane w naszych badaniach były w pełnym stanie technicznym.
Ryż. 4. Wpływ pożywki na wyniki kontroli bakteriologicznej sterylizacji. Oś Y to liczba wskaźników biologicznych w eksperymencie. Nad każdą parą słupków wskazana jest początkowa liczba zarodników we wskaźnikach biologicznych. W każdej parze kolumn po lewej stronie znajdują się wyniki określenia liczby wskaźników biologicznych z żywotnymi zarodnikami w przypadku ich hodowli w zwykłej pożywce, po prawej stronie znajduje się liczba wskaźników biologicznych z żywotnymi zarodnikami w przypadku ich hodowli w nowym pożywka. Zacieniona część słupka to liczba wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami. Tryby sterylizacji pokazane są nad słupkami.
Łatwo zauważyć, że żadnemu z badanych schematów sterylizacji nie towarzyszyło całkowite uwolnienie wskaźników biologicznych z żywych zarodników B. stearothermophilus, zwłaszcza przy zastosowaniu nowej pożywki. Należy zauważyć, że odsetek wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami nieznacznie wzrasta, jeśli kolor poprzedniej pożywki w termostacie jest monitorowany przez 72 godziny, a nie 48 godzin. (Rys. 5, w oparciu o dane z Ryc. 1 dla szczepu VKM-718).
Ryż. 5. Dynamika kiełkowania wskaźników biologicznych (10 5 , 10 6 , 10 7 zarodników we wskaźnikach biologicznych) po autoklawowaniu w temperaturze 121 o C przez 30, 45, 60, 90 i 120 minut. Do każdej próbki pobrano 25 wskaźników biologicznych. Kiełkowanie wskaźników biologicznych rejestrowano po 18, 24, 48 i 72 godzinach hodowli w temperaturze 55 o C. Słupki wskazują liczbę wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami w danym okresie rejestracji wyników.
Zastosowanie nowej pożywki wyraźnie przyspiesza po sterylizacji pojawienie się maksymalnej liczby wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami przy hodowli w termostacie w temperaturze 55 o C (ryc. 6).
Ryż. 6. Dynamika kiełkowania wskaźników biologicznych (10 5 lub 10 6 zarodników we wskaźnikach biologicznych) po autoklawowaniu (121 o C, 45 min.). Do każdej próbki pobrano 20 wskaźników biologicznych. Kiełkowanie rejestrowano po 18, 24, 48 lub 120 godzinach. uprawa w temperaturze 55 o C na różnych pożywkach.
Okazało się, że sterylizacja gazowa formaldehydem (urządzenie firmy MMM, Niemcy) nie usuwa wskaźników biologicznych z żywych zarodników B. stearothermophilus (ryc. 7.).
Sterylizacja formaldehydem 75 o C - 10 min.
Ryż. 7. Wpływ pożywki na wyniki kontroli bakteriologicznej sterylizacji. Symbole na górze rysunku są takie same jak na ryc. 4. Dolna część rysunku przedstawia dynamikę kiełkowania wskaźników biologicznych. Poniżej słupków podany jest czas uprawy w dniach. Oznaczenia są takie same jak na rys. 5.
Jednakże wyniki sterylizacji formaldehydem, przynajmniej przy użyciu tej samej pożywki, wyglądają nieco lepiej niż wyniki kontroli sterylizacji parowej.
W naszych doświadczeniach zarodniki we wskaźnikach biologicznych suszono bezpośrednio w probówkach Eppendorfa, natomiast w amerykańskich wskaźnikach biologicznych (Attest) firmy 3M zarodniki suszono na paskach papieru i w tej formie wprowadzano do plastikowych pojemników wyposażonych w ampułkę z kolorową odżywką średni. Po sterylizacji ampułkę rozbija się poprzez proste naciśnięcie korpusu wskaźnika, pożywkę wylewa się na papier z wysuszonymi zarodnikami, a następnie podczas hodowli w termostacie można zarejestrować żywe zarodniki, jeśli kolor pożywki zmieni się na żółty. Stworzyliśmy pozory wskaźnika Atest i opracowaliśmy je przy użyciu starych i nowych pożywek. Okazało się, że zastosowanie nowej pożywki znacząco poprawiło wyniki wskaźnika biologicznego podobnego do Attest.
Tak więc w naszych eksperymentach z reguły wprowadzaliśmy 120 wskaźników biologicznych (każde opakowanie ze wskaźnikami biologicznymi zajmowało objętość około 0,1 l) o różnych początkowych stężeniach zarodników. Połowę wskaźników badano na starej pożywce, a drugą połowę na nowej. W większości przypadków te wskaźniki biologiczne, które badano przy użyciu nowej pożywki hodowlanej, po autoklawowaniu najpierw napełniono małą objętością płynu. Połowę tej objętości wykorzystano do zaszczepienia agaru odżywczego, a resztę uzupełniono pożywką. Hodowlę prowadzono w termostacie w temperaturze 55 o C. Wyrosłe kolonie zliczano.
Obserwacje te posłużyły jako podstawa do porównania rozkładu szalek Petriego z agarem przez liczbę wyhodowanych kolonii z teoretycznym rozkładem Poissona (obecność szalek bez wyhodowanych kolonii umożliwiła obliczenie średniej wartości liczby kolonii na szalce, a następnie korzystając z tablic wyznaczyć rozkład teoretyczny i porównać go z obserwowanym w eksperymencie). Wyszliśmy z założenia, że suma rozkładów Poissona jest również rozkładem Poissona; W obliczeniach uwzględniono dane dla wszystkich trzech grup wskaźników biologicznych (10 5 , 10 6 , 10 7 ). Dlatego każda grupa zawierała 60 szalek Petriego.
Z danych przedstawionych na ryc. 9. wynika, że we wszystkich badanych reżimach rozkład szalek Petriego według liczby wyhodowanych kolonii odpowiadał rozkładowi Poissona. A to z kolei sugeruje, że żywe zarodniki pozostałe po sterylizacji były odrębnymi, niezależnymi od siebie jednostkami. Wyjątkiem były dane dotyczące trybu sterylizacji parą 121 o C - 45 minut, gdzie krzywa teoretyczna znacznie odbiegała od otrzymanej w doświadczeniu. W tym drugim przypadku trzeba przyznać, że rozbieżności te związane są z powstawaniem we wskaźniku biologicznym grudek lub zlepków zarodników, które w trakcie przesiewania zawartości na powierzchni agaru rozpadają się na pojedyncze zarodniki. Tak czy inaczej nie ma wątpliwości, że po sterylizacji izolowane zarodniki pozostają żywe według wskaźników biologicznych, podczas gdy przeważająca większość zarodników umiera. Tak przynajmniej wygląda obraz, jaki wyłania się po umieszczeniu w komorze sterylizacyjnej wybranej liczby wskaźników biologicznych.
Ryż. 9. Zgodność rzeczywistych materiałów (liczba kolonii na agarze) w różnych trybach sterylizacji parowej i gazowej z rozkładem zdarzeń rzadkich i losowych. Rzędną jest całkowita liczba biologicznych wskaźników sterylizacji (sumowanie wyników dla trzech grup wskaźników biologicznych z 10 5 , 10 6 i 10 7 zarodnikami). Oś x przedstawia liczbę CFU (jednostek tworzących kolonie) wyhodowanych na agarze po zaszczepieniu biologicznego materiału wskaźnikowego. Linia ciągła to dane rzeczywiste, linia przerywana to linia obliczona zgodnie z rozkładem zdarzeń losowych i rzadkich (brak linii przerywanej na wykresie oznacza zbieżność danych obliczonych i eksperymentalnych).
Jednym z uderzających paradoksów jest znaczne odchylenie danych eksperymentalnych od liniowej zależności logarytmu liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych od czasu sterylizacji. Dane dotyczące wykrycia żywych zarodników w późniejszym terminie od rozpoczęcia sterylizacji były całkowicie niezgodne z ustalonymi poglądami. A dane dotyczące częstszego wykrywania żywych zarodników w późniejszych terminach niż we wcześniejszych okresach, co odnotowano w niektórych eksperymentach, w ogóle nie pasowały do świadomości. Zdarzyło się nawet, że po 15-minutowej ekspozycji zarodniki we wskaźnikach biologicznych nie były żywotne, ale po 45-minutowej ekspozycji, chociaż w tym samym eksperymencie znaleziono pojedyncze, żywotne zarodniki.
W tej pracy przedstawiamy naszą interpretację procesu śmierci zarodników podczas sterylizacji. Zaprezentowane tutaj założenie nie ma jeszcze wystarczających dowodów, ale wyjaśnia wspomniany powyżej paradoks.
Zakładamy, że zależność logarytmu liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych od czasu sterylizacji nie jest liniowa, lecz falowa. Według ryc. 1 podaliśmy naszą interpretację zależności logarytmu liczby zarodników od czasu sterylizacji, wykorzystując te średnie wartości liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych, które obliczono za pomocą rozkładu Poissona (ryc. 11, 12) . Najpierw jednak przedstawiamy zależność strefy wyznaczania wartości średnich od liczby wskaźników biologicznych (ryc. 10).
Ryż. 10. Zakres zastosowania rozkładu Poissona do wyznaczania wartości średnich (m) dla różnej liczby wskaźników biologicznych w grupie (liczby w środku rysunku).
Ryż. 11. Wpływ sterylizacji parowej w autoklawie VK-75 (121 o C bez próżni w komorze sterylizacyjnej) na żywotność zarodników B. stearothermophilus szczepu VK-718. Krzywe falowe – interpretacja danych rzeczywistych. Oś rzędnych to logarytm dziesiętny średniego stężenia zarodników we wskaźniku biologicznym, oś odciętych to czas sterylizacji (w minutach). Linie poziome ograniczają zakres rozkładu Poissona do wyznaczania wartości średnich.
Ryż. 12. Wpływ sterylizacji parowej w autoklawie VK-75 (121 o C bez próżni w komorze sterylizacyjnej) na żywotność zarodników B. stearothermophilus szczepu KK. Krzywe falowe – interpretacja danych rzeczywistych. Oś rzędnych to logarytm dziesiętny średniego stężenia zarodników we wskaźniku biologicznym, oś odciętych to czas sterylizacji (w minutach). Linie poziome ograniczają zakres rozkładu Poissona do wyznaczania wartości średnich.
Aby określić wartość średnią, konieczne jest posiadanie wskaźników biologicznych bez żywych zarodników, a aby wskazać granice strefy wartości średnich, konieczne jest, aby co najmniej jeden wskaźnik biologiczny zawierał żywotne zarodniki lub odwrotnie, co najmniej jeden wskaźnik biologiczny nie zawiera żywych zarodników. Z porównania różnych stref można stwierdzić, że wraz ze wzrostem liczby wskaźników biologicznych w największym stopniu zwiększają się możliwości dolnej strefy, natomiast jej górna część nieznacznie się rozszerza. Rozkład Poissona jest zestawiony w formie tabelarycznej i na podstawie powyższego można obliczyć wymaganą liczbę wskaźników biologicznych, co pozwala mieć nadzieję na wykrycie znacznie większej liczby żywotnych zarodników po sterylizacji.
Prezentacja rzeczywistych danych za pomocą falistych krzywych pozwala zrozumieć, dlaczego w niektórych eksperymentach wskaźniki biologiczne z żywymi zarodnikami są tak dziwnie ułożone na wykresach. Przecież wybór punktów na osi czasu jest przypadkowy, niezwiązany ze wzorcami śmierci zarodników i nie uwzględnia rzekomego falowego charakteru. Co więcej, może się zdarzyć, że dolny. część fali około 15 min. może przekraczać możliwość wykrycia żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych (przy wybranej ich ilości), natomiast przy dłuższej ekspozycji wybór punktu czasowego zbiegł się ze szczytem fali i umożliwił wykrycie wskaźników biologicznych za pomocą żywych zarodników.
Uważamy, że zależność logarytmu liczby zarodników we wskaźniku biologicznym od czasu sterylizacji odzwierciedla tłumiony, falowy proces samooscylacji związany z faktem, że o wyniku decydują nie tylko zarodniki, ale także otaczające je warunki sterylizacyjny.
Poniższa tabela zawiera wyniki monitoringu poszczególnych rodzajów sterylizacji z wykorzystaniem wskaźników biologicznych w urządzeniach stosowanych w praktycznych placówkach medycznych, według reżimów przewidzianych obowiązującymi normami. Zastosowaliśmy pełny cykl sterylizacji, znaczną liczbę wskaźników biologicznych, ich długoterminową hodowlę po sterylizacji oraz stare i nowe pożywki.
Tabela zbiorcza wyników biologicznej kontroli sterylizacji
№ p/s |
Aparatura do sterylizacji | Sterylizacja | Wskaźniki biologiczne | ||||||||
Nazwa | solidny- producent, kraj |
rok uwolnienie |
tom wysterylizowany krajowy kamery |
pogląd | tryb | test- kultura |
numer spór |
numer wskazuje- tori w sterylizacja |
% Z witalność własny sprzeczanie się Po sterylizacja |
||
regularny odżywianie Środa |
nowy odżywianie Środa |
||||||||||
1. | GK-100-ZM | Roślina Tiumeń wyposażenie medyczne, Rosja |
1993 | 100 l | Para | 121 oC, 45 minut |
V. stearo- temofil |
10 6 | 40 | 0 | 10 |
2. | « | « | « | « | « | « | « | « | 40 | 10 | 25 |
3. | BK-75 | « | « | 75 l | « | « | « | 3*10 5 | 120 | 20 | 45 |
4. | « | « | « | « | « | « | « | 10 6 | 60 | 25 | 65 |
5. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 80 | 25 | 75 |
10 6 | 80 | 3 | 100 | ||||||||
10 7 | 80 | 13 | 100 | ||||||||
6. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 75 | 0 | 7 |
10 6 | 75 | 0 | 8 | ||||||||
10 7 | 75 | 20 | 20 | ||||||||
7. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 75 | 0 | 12 |
10 6 | 75 | 0 | 13 | ||||||||
10 7 | 75 | 20 | 22 | ||||||||
8. | GK-100-ZM | « | « | 100 l | « | « | « | 10 5 | 40 | 15 | 20 |
10 6 | 40 | 0 | 15 | ||||||||
10 7 | 40 | 0 | 35 | ||||||||
9. | BK-75 | « | 1992 | 75 l | « | 121 oC, 45 minut |
« | 10 5 | 40 | 0 | 5 |
10 6 | 40 | 0 | 25 | ||||||||
10 7 | 40 | 0 | 25 | ||||||||
10. | « | « | « | « | « | « | « | 10 6 | 40 | 20 | 50 |
10 7 | 40 | 5 | 60 | ||||||||
11. | BK-75 | « | 1992 | 75 l | Para | 121 oC, 45 minut |
V. stearo- temofil |
10 5 | 40 | 30 | 95 |
10 6 | 40 | 50 | 90 | ||||||||
10 7 | 40 | 15 | 100 | ||||||||
12. | « | « | « | « | « | « | « | 10 4 | 40 | 35 | 75 |
10 6 | 40 | 25 | 35 | ||||||||
10 7 | 40 | 50 | 40 | ||||||||
13. | GK-100-3M**) | « | 1988 | 100 l | « | « | « | 10 5 | 40 | 10 | 10 |
10 6 | 40 | 10 | 10 | ||||||||
10 7 | 40 | 10 | 15 | ||||||||
14. | GK-100-3M**) | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 40 | 5 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 10 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 0 | ||||||||
15. | GKD-560 | "CHŁOPAK" Rosja |
1996 | 560 l | « | 120°C, 20 minut. |
10 5 | 40 | 10 | 5 | |
10 6 | 40 | 55 | 10 | ||||||||
10 7 | 40 | 65 | 55 | ||||||||
16. | Securox | „MMM”, Niemcy |
1993 | 0,5m3 | « | « | « | 10 5 | 40 | 15 | 30 |
10 6 | 40 | 20 | 45 | ||||||||
17. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 40 | 25 | 70 |
10 6 | 40 | 10 | 75 | ||||||||
18. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 40 | 10 | 80 |
10 6 | 40 | 0 | 80 | ||||||||
10 7 | 40 | 10 | 75 | ||||||||
19. | Zamek m/s 3622 |
USA | 1997 | 680 l | « | « | « | 10 5 | 40 | 0 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 5 | ||||||||
10 6*) | 0 | 0 | — | ||||||||
10 7 | 40 | 0 | 0 | ||||||||
20. | Selectomak | „MMM”, Niemcy |
1993 | 100 l | Para | « | « | 10 5 | 40 | 0 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 10 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 20 | ||||||||
21. | GK-100-3M**) | Tium. w-d medoooor., Rosja |
1993 | 100 l | « | 132°C, 20 minut. |
« | 10 5 | 40 | 0 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 5 | ||||||||
10 7 | 40 | 10 | 0 | ||||||||
22. | VK-75 | « | 1992 | 75 l | « | « | « | 10 5 | 40 | 5 | 40 |
10 6 | 40 | 5 | 60 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 75 | ||||||||
23. | Selectomak | „MMM”, Niemcy |
1993 | 100 l | Para | 134°C, 5 minut. |
V. stearo- temofil |
10 5 | 40 | 0 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 20 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 10 | ||||||||
24. | GKD-560 | "CHŁOPAK" Rosja |
1996 | 560 l | Para | 134°C, 5 minut. |
« | 10 5 | 40 | 45 | 25 |
10 6 | 40 | 50 | 35 | ||||||||
10 7 | 40 | 35 | 100 | ||||||||
25. | Securex | „MMM”, Niemcy |
1993 | 500 l | « | « | « | 10 5 | 40 | 20 | 55 |
10 6 | 40 | 20 | 45 | ||||||||
10 7 | 40 | 10 | 70 | ||||||||
26. | Zamek m/s 3622 |
USA | 1997 | 680 l | « | 134°C, 10 minut. |
« | 10 5 | 40 | 0 | 0 |
10 6 | 40 | 0 | 20 | ||||||||
10 6*) | 20 | 0 | — | ||||||||
10 7 | 40 | 20 | 25 | ||||||||
27. | « | « | « | « | « | « | « | 10 5 | 40 | 0 | 25 |
10 6 | 40 | 5 | 15 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 30 | ||||||||
28. | Combimac | „MMM”, Niemcy |
1993 | 70 l | Gaz (formalny dehydr) |
75°C, 10 minut. |
« | 10 5 | 40 | 5 | 20 |
10 6 | 40 | 10 | 45 | ||||||||
10 7 | 40 | 5 | 20 |
Notatka:*) — Do kontroli wykorzystano wskaźniki biologiczne Biosign firmy Castle, zawierające autorską pożywkę.
**) — W przeddzień badań zainstalowano nową komorę sterylizacyjną.
Najczęstszym objawem wyników kontroli sterylizacji jest brak możliwości sprawdzenia, czy wszystkie wskaźniki biologiczne były sterylne na koniec czasu sterylizacji. Zatem ta krytyczna kontrola wskazuje na nieskuteczność sterylizacji w przyjętym sensie i najbardziej niezawodną sterylizację parową. Ponieważ dawkę 10 7 zarodników we wskaźniku biologicznym można uznać za zbyt wysoką, wskazane jest osobne rozpatrywanie wyników kontroli sterylizacji wskaźnikami biologicznymi zawierającymi 10 5 i 10 6 zarodników. W przypadku stosowania nowej pożywki, we wszystkich przypadkach część wskaźników biologicznych po sterylizacji zawierała żywe zarodniki. Jeżeli zastosowano tę samą pożywkę, to w trzech przypadkach monitoringu aparatem VK-75 (30%) wskaźniki biologiczne nie zawierały żywych zarodników. Częściej podobne wyniki odnotowuje się podczas testowania urządzeń wyprodukowanych za granicą, co może służyć jako wskazówka jakościowej wyższości nad rosyjskimi autoklawami.
Przyczyny tej sytuacji nie są jasne, podobnie jak możliwe propozycje poprawy sterylizacji. Jeśli chodzi o stosowanie papierowych wskaźników sterylizacji, nie należy liczyć na nic więcej niż monitorowanie stanu niektórych parametrów technicznych aparatu do sterylizacji, szczególnie na początku procesu. Całkowite poleganie na wskaźnikach papierowych może prowadzić do fałszywych wniosków na temat skutecznej sterylizacji.
Do tej pory mówiliśmy o losach wskaźników biologicznych podczas procesu sterylizacji, które nie we wszystkich przypadkach mogą odzwierciedlać cechy rzeczywistej sterylizacji wyrobów medycznych. Do sterylizacji jako „produkty medyczne” przyjęto kawałki rurek z polichlorku winylu o długości 1 cm, które po dokładnym umyciu zaszczepiono zarodnikami B. stearothermophilus w objętości 0,02 ml, wysuszono i poddano czyszczeniu przed sterylizacją poprzez gotowanie w wodzie 2% roztwór sody przez 15 minut. . Po przemyciu w sterylnej wodzie destylowanej odcinki probówek następnego dnia sterylizowano w workach (121 o C - 45 minut), po czym każdy skrawek umieszczano w sterylnej probówce Eppendorfa i napełniano pożywką. Hodowlę segmentów przeprowadzono w termostacie w temperaturze 55 o C. Segmenty kontrolne zaszczepiono zarodnikami, ale nie poddano obróbce przed sterylizacją. Innymi słowy, eksperyment ten imitował eksperymenty ze wskaźnikami biologicznymi.
Uzyskane wyniki uderzają swoją nieoczekiwanością - odcinki rurek poddane działaniu roztworu sody w temperaturze 100 o C, po sterylizacji okazały się tak samo zanieczyszczone, jak te, które nie zostały poddane wstępnemu czyszczeniu, które obecnie zajmuje ważne miejsce w sterylizacji techniki.
Ryż. 13. Wyniki sterylizacji odcinków rurek z polichlorku winylu po ich oczyszczeniu przed sterylizacją i bez niej. W każdej parze kolumn po lewej stronie znajduje się liczba segmentów rurek z żywotnymi zarodnikami w przypadku uprawy na zwykłej pożywce, po prawej stronie - na nowej pożywce. Liczby nad słupkami wskazują liczbę zarodników B. stearothermophilus początkowo osadzonych na wewnętrznej powierzchni segmentów rurki.
W innym doświadczeniu 1 cm kawałki rurek z gumy silikonowej, po dokładnym umyciu w wodzie destylowanej, zaszczepiono zarodnikami B. stearothermophilus, a następnie pozostawiono na 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Po upływie określonego czasu segmenty eksperymentalne przez 30 minut. zanurzone w 0,2% roztworze środka dezynfekcyjnego Septabic, skrawki dokładnie przemyto wodą destylowaną i osuszono na bibule filtracyjnej. Sekcje kontrolne zaszczepiono zarodnikami, ale nie traktowano Septabic. Następnego dnia wszystkie segmenty umieszczono w workach i wysterylizowano w autoklawie (121 o C - 45 minut), po czym każdy segment umieszczono w probówce Eppendorfa wypełnionej pożywką i hodowano w temperaturze 55 o C.
W doświadczeniu (ryc. 14) wyniki badań były nieco lepsze niż w poprzednim, gdyż nadal występowała różnica w proporcji porośniętych odcinków doświadczalnych i kontrolnych rurek z gumy silikonowej, ale różnice te nie były imponujące. W każdym razie, nawet po czyszczeniu przed sterylizacją, sterylizacja makiet wyrobów medycznych okazała się nieskuteczna. Dzieje się tak pomimo tego, że znacznie łatwiej jest obrabiać małe kawałki rurek niż duże i złożone produkty, gdzie ewentualne miejsca skażenia mikroorganizmami są mniej dostępne dla roztworów dezynfekcyjnych.
Ryż. 14. Wyniki sterylizacji odcinków rurki silikonowej po ich oczyszczeniu przed sterylizacją i bez niej. W każdej parze kolumn po lewej stronie znajduje się liczba segmentów rurek z żywotnymi zarodnikami w przypadku uprawy na zwykłej pożywce, po prawej stronie - na nowej pożywce. Liczby nad słupkami wskazują liczbę zarodników B. stearothermophilus początkowo osadzonych na wewnętrznej powierzchni segmentów rurki.
Ze względu na nietypowy charakter uzyskanych wyników należy zadbać o to, aby nie popełniono błędów technicznych. Przez cały okres badań w pomieszczeniu oraz w wyciągu laminarnym umieszczono szalki z agarem odżywczym, jednak nigdy nie wyizolowano bakterii B. stearothermophilus, ani nie wyizolowano ich z pożywki i innych użytych składników (w każdym doświadczeniu pożywkę i wodę destylowaną zaszczepiono wodą na 10 płytek agarowych i 10 probówek Eppendorfa z pożywką, ale bez skutku). Nie potwierdziło się założenie, że liczba bakterii we wskaźnikach biologicznych wzrasta w trakcie suszenia (wiadomo, że B. stearothermophilus nie rozmnaża się w temperaturze 37 o C).
Uzyskane wyniki są zatem rozczarowujące, choć – przynajmniej dla niektórych autorów – oczekiwane. Spośród całej ogromnej literatury na temat termicznej inaktywacji przetrwalnikowych bakterii, obejmującej badania podstawowe, najbliższa naszej interpretacji jest monografia Moonblitna, Talroze i Trofimova, którzy nie przeprowadzali eksperymentów i korzystali jedynie z danych literaturowych. Autorzy ci, trzymając się wyjaśnienia termicznej inaktywacji zarodników na skutek termicznego uszkodzenia ważnych białek i subletalnego uszkodzenia błony, wyrazili obawy co do skuteczności sterylizacji: „…standardowe warunki ekspozycji termicznej (120 o C, 30 minut) w niektórych przypadkach nie zapewniają dużej niezawodności sterylizacji”, „...istnieje zasadnicze niebezpieczeństwo odtworzenia i rozmnażania się w organizmie człowieka mikroorganizmów uznanych za martwe”. Według naszych danych, nawet takie obligatoryjne i niepatogenne termofile, jak B. stearothermophilus, są zdolne do ograniczonego rozmnażania się w temperaturze 37 o C, jeśli do pożywki zostanie dodana ludzka krew.
Nie tylko wskaźniki biologiczne czasami zawierały żywe zarodniki po sterylizacji, ale także makiety wyrobów medycznych skażone zarodnikami. Co więcej, zabiegowi wstępnej sterylizacji makiet roztworem wrzącej sody lub 0,2% roztworem leku „Septabik” nie towarzyszył wystarczający efekt – sterylizacja była nieskuteczna.
Wyzwaniem jest obecnie opracowanie nowych metod, które mogą zagwarantować skuteczność sterylizacji. Znajomość kinetyki procesu sterylizacji pozwoliła nam przetestować nowe propozycje metodologiczne, które okazały się obiecujące, ale wymagały kompleksowych testów.
wnioski
1. Rozkład zdarzeń rzadkich i losowych pozwala obliczyć średnią liczbę zarodników na wskaźnik biologiczny dla warunków, w których liczba żywotnych zarodników jest niewielka i nie występują one we wszystkich wskaźnikach.
2. Istnieją wystarczające powody, aby wątpić w liniowy charakter zależności logarytmu liczby zarodników we wskaźnikach biologicznych od czasu od rozpoczęcia sterylizacji. Żywe zarodniki wykrywano we wskaźnikach biologicznych już po 1-2 godzinach w autoklawie w regulowanej temperaturze.
3. W doświadczeniach kontroli sterylizacji parowej zastosowano znaczną liczbę wskaźników biologicznych, wysoce efektywną kolorową pożywkę oraz tygodniowy okres hodowli w termostacie, co ostatecznie umożliwiło wykrycie żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych po sterylizacji więcej częściej niż zwykle i praktycznie w przypadku większości reżimów stosowanych w praktyce.
4. Podczas wysiewu zawartości wskaźników biologicznych po sterylizacji na pożywkę stałą w wielu przypadkach stwierdzono pojedyncze kolonie B. stearothermophilus i w większości przypadków rozkład płytek agarowych Petriego pod względem liczby kolonii dokładnie odpowiadał rozkładowi Rozkład Poissona, co oznaczało, że żywotne zarodniki nie były od siebie zależne i znajdowały się w izolacji i losowo.
5. W niektórych eksperymentach odsetek wskaźników biologicznych z żywymi zarodnikami po długich okresach sterylizacji przekraczał odsetek po krótkich okresach sterylizacji, czego nie można było w zadowalający sposób wyjaśnić. Przyjęliśmy falowy charakter zależności logarytmu liczby żywych zarodników we wskaźnikach biologicznych od czasu sterylizacji.
6. Monitoring sterylizatorów zainstalowanych w praktycznych placówkach medycznych wykazał, że we wszystkich przypadkach jedna lub druga część wskaźników biologicznych po sterylizacji zawierała żywe zarodniki, a prawdopodobieństwo niezadowalających wyników analizy wskaźnikowej okazało się znacznie wyższe niż zalecane w standardy.
7. Eksperymentalna sterylizacja parowa odcinków probówek z materiałów syntetycznych, zaszczepionych zarodnikami, po oczyszczeniu przed sterylizacją, spowodowała wykrycie żywych zarodników w ponad połowie próbek, tj. wyniki zbliżone do uzyskanych za pomocą wskaźników biologicznych.
8. Liczba żywych zarodników we wskaźniku biologicznym po sterylizacji jest wartością probabilistyczną, a ich wykrycie zależy m.in. od liczby wskaźników w komorze sterylizacyjnej.
Literatura
1. Abramova I.M. Nowe osiągnięcia w dziedzinie sterylizacji wyrobów medycznych. Firma Dezynfekcja, 1998, nr 3, s. 2-3 25.
2. Bolshev A.N., Smirnov N.V. Tablice statystyki matematycznej. M., 1965.
3. Waszkow V.I. Środki przeciwdrobnoustrojowe i metody dezynfekcji chorób zakaźnych. M., 1977.
4. Guterman R.L. Środki do kontroli sterylizacji termicznej wyrobów medycznych. Diss. Doktorat Miód. Nauka. M., 1993.
5. Kashner D. Życie drobnoustrojów w warunkach ekstremalnych. M., 1981.
6. Levi M.I., Bessonova V.Ya., Livshits M.M. Zastosowanie kolorowych pożywek w procesie kontroli sterylizacji. Kliniczna diagnostyka laboratoryjna, 1993, nr 2, s. 13-13. 65-67.
7. Levi M.I. Analiza niekorzystnych skutków sterylizacji parą i powietrzem. Firma Dezynfekcja, 1996, nr 4, s. 25 58-63.
8. Levi M.I. Znaczenie kontroli sterylizacji za pomocą wskaźników papierowych i biotestów. Firma Dezynfekcja, 1997, nr 3, s. 2-3 24-28.
9. Levi M.I., Suchkov Yu.G., Ruban G.I., Mishchenko A.V. Nowe formy testów bakteryjnych do monitorowania różnych reżimów sterylizacji. Tam, str. 29-33.
10. Levi M.I., Suchkov Yu.G., Livshits M.M. Optymalizacja testów biologicznych do monitorowania sterylizacji parowej. Działalność dezynfekcyjna, 1998, nr 2, s. 20-30. 30-33.
11. Levi M.I. Numeryczne wyznaczanie wartości D, czasu sterylizacji i dobór biotestów kontrolnych. Tam, str. 34-42.
12. Wytyczne kontroli sterylizatorów parowych i powietrznych. Ministerstwo Zdrowia ZSRR z dnia 28.02.91 nr 15/6-5.
13. Moonblit V.Ya., Talroze V.L., Trofimov V.I. Inaktywacja termiczna mikroorganizmów. M., 1985.
14. wyd. Ozeretskovsky N.A. i Ostanina G.I. Bakteryjne i wirusowe leki lecznicze i profilaktyczne. Alergeny. Reżimy dezynfekcji i sterylizacji klinik. Petersburg, 1998.
15. Suchkov Yu.G., Levi M.I., Bessonova V.Ya. Nowy szczep termofilny do kontroli bakteriologicznej sterylizacji parowej (komunikat 1), Disinfection Business, 1996, nr 3, s. 2-3. 28-33.
16. Biologiczne systemy badania sterylizatorów – Część 1: Wymagania ogólne. Norma europejska, projekt pr EN 866-1.1995.
17. Farrell J., Rose A.N. Wpływ temperatury na mikroorganizmy. W: „Termobiologia”, s. 13-12. 147-218. Acad. press, Londyn-Nowy Jork, 1967.
18. Graham G.S. Biologiczne wskaźniki sterylizacji szpitalnej i przemysłowej, s. 10-10. 54-72. W: „Sterylizacja wyrobów medycznych”. Johnsona i Johnsona. Moskwa, 1991.
19. Greene V.W. Zasady i praktyka dezynfekcji, konserwacji i sterylizacji. Oksford, 1982.
20. Norma międzynarodowa ISO/DIS 14161. Sterylizacja produktów ochrony zdrowia – wytyczne dotyczące wyboru, stosowania i interpretacji wyników. 1998.
21. McCormick P.J., Scoville J.R. - Patent USA nr 4.743.537, 1988
22. Wyroby medyczne – Oszacowanie populacji mikroorganizmów na produkcie. Część 2 wytycznych, pr EN 1174-2.1994
23. Russel A.D. Zniszczenie zarodników bakterii. Acad. press, Londyn-Nowy Jork, 1982.
24. Russel A.D. Podstawowe aspekty odporności drobnoustrojów na czynniki chemiczne i fizyczne. W: „Sterylizacja wyrobów medycznych”, t. V, s. 22-42. Johnsona i Johnsona, 1991.
25. Sussman A., Halvorson H. Zarodniki, ich spoczynek i kiełkowanie. Nowy Jork-Londyn, 1967.
26. Wicks J.H., Foltz W.E. Patent Europejski nr 0414.968 A1, 1991
27. Zhuravleva V.I., Bolshedvorskaya Z.F. Ocena pożywek do hodowli mikroorganizmów testowych stosowanych w monitorowaniu efektywności sterylizacji w autoklawach. Praca laboratoryjna, 1988, nr 11, s. 25-30. 63-64.
28. Kalinina N.M., Shilova S.V., Motina G.L., Chaikovskaya S.M. Badanie odporności cieplnej kultur zarodników Vas. stearothermophilus, stosowany do otrzymywania bioindykatorów. Antybiotyki, 1982, nr 2, s. 20-20. 117-120.
29. Kalinina N.M., Motina G.L., Chaikovskaya S.M., Shilova S.V. Przygotowanie bioindykatorów do monitorowania efektywności procesów sterylizacji. Antybiotyki, 1983, nr 10, s. 20-30. 600-603.
Sterylizacja– jest to całkowite zniszczenie mikroorganizmów, ich form wegetatywnych z instrumentów medycznych i środków medycznych.
Wszystkie przedmioty, które miały kontakt z powierzchnią rany, zanieczyszczone krwią lub postaciami leków do wstrzykiwań, a także narzędzia, które w przypadku użycia mogą uszkodzić integralność błon śluzowych, muszą zostać wysterylizowane.
Metoda sterylizacji powietrzem(w piekarniku suchym) zaleca się stosować do suchych wyrobów z metalu, szkła i gumy silikonowej. Sterylizację przeprowadzamy w opakowaniach z papieru workowego nieimpregnowanego, papieru workowego odpornego na wilgoć, papieru do pakowania wyrobów na maszynach typu E oraz papieru typu kraft lub bez opakowania (w pojemnikach otwartych).
Zgodnie z OST 42-21-2-85 istnieją dwa tryby sterylizacji: 60 minut w temperaturze 180°C i 150 minut w temperaturze 160°C. Podczas sterylizacji w piekarniku suchym należy przestrzegać kilku zasad.
1. Produkty przeznaczone do sterylizacji ładuje się do szafki w ilościach umożliwiających swobodny dopływ gorącego powietrza do sterylizowanego przedmiotu.
2. Gorące powietrze powinno być równomiernie rozprowadzone w komorze sterylizacyjnej.
3. Duże przedmioty należy układać na górnym metalowym grillu tak, aby nie utrudniały przepływu gorącego powietrza.
4. Wysterylizowane produkty należy ułożyć poziomo, w poprzek szczelin kaset i półek, równomiernie je rozprowadzając.
5. Niedopuszczalne jest ładowanie sterylizatora luzem. Nie wolno zasłaniać okien wentylacyjnych i kratki wentylatora.
6. Aby kontrolować poziom temperatury, pielęgniarka umieszcza w szafce butelkę sacharozy: w temperaturze 180°C w ciągu 60 minut powinna zmienić się z białego krystalicznego proszku w ciemnobrązową masę. Można użyć taśmy wskaźnika termicznego, która zmienia kolor.
Po sterylizacji w otwartym pojemniku instrumenty medyczne nie są przechowywane, lecz natychmiast używane. Zdemontowane strzykawki i dwie igły umieszcza się w torebkach wykonanych z pergaminu lub papieru odpornego na wilgoć. Wolny koniec worka jest dwukrotnie złożony i zgrzany. Na opakowaniu podana jest pojemność strzykawki oraz data sterylizacji. Sterylność w torebkach ręcznych utrzymywana jest przez 3 dni.
Metoda sterylizacji parowej. Metodą parową (autoklawowanie) sterylizację przeprowadza się za pomocą nawilżonego powietrza (pary) pod wysokim ciśnieniem w specjalnych sterylizatorach parowych (autoklawach). Zgodnie z OST 42-21-2-85 istnieją dwa tryby sterylizacji:
1) 2 atm. - 132°C - 20 min - zalecany do wyrobów wykonanych z metali odpornych na korozję, szkła, materiałów tekstylnych;
2) 1,1 atm - 120°C - 45 min - zalecane dla wyrobów wykonanych z gumy (cewniki, sondy, rękawice), lateksu i niektórych materiałów polimerowych (polietylen dużej gęstości, polichlorek winylu).
Przed sterylizacją rękawice gumowe posypuje się talkiem, aby zapobiec ich sklejaniu. Pomiędzy rękawice umieszcza się gazę i każdą parę zawija się osobno. Wysterylizowane materiały przechowujemy w workach rzemieślniczych, dwuwarstwowych opakowaniach perkalowych lub pudełkach sterylizacyjnych z filtrem (pudełkach) nie dłużej niż 3 dni.
Materiał umieszcza się w pojemniku podczas sterylizacji parą pod ciśnieniem i przechowuje po sterylizacji opatrunków, bielizny, strzykawek lub wyrobów gumowych (rękawiczki, systemy do przetaczania roztworów infuzyjnych). Instrumentów tnących i urządzeń z układem optycznym nie wolno sterylizować parą pod ciśnieniem.
Tworzenie zakładek w Bix odbywa się w określonej kolejności.
1. Odsuń bandaż na bok i otwórz boczne otwory bixu.
2. Przetrzyj powierzchnię bixa wewnątrz i na zewnątrz ściereczką zwilżoną 0,5% roztworem amoniaku.
3. Wyłóż spód i ścianki bixu pieluchą.
4. Wymagany materiał układa się luźno w określonej kolejności: w pozycji pionowej, warstwa po warstwie lub sektorowo.
5. Na środku bixu umieszcza się butelkę z niewielką ilością kwasu benzoesowego lub innego wskaźnika w celu kontroli sterylności.
6. Przykryj zawartość bixu rogami pieluszki, połóż na górze kolejną butelkę ze wskaźnikiem i kilka gazików.
7. Zamknij szczelnie pokrywę kosza i przymocuj ceratową przywieszkę do jego uchwytu, na której podany jest numer przegródki, ilość i nazwa przedmiotów znajdujących się w koszu.
8. Po sterylizacji boczne otwory bixu są zamykane.
Otrzymując bix, zwróć uwagę na jego tożsamość, datę sterylizacji i temperaturę. Pojemniki sterylne przechowywane są w pokrywach. Nieotwarte opakowanie bez filtra zachowuje sterylność przez 3 dni. Jeśli pojemnik zostanie otwarty w celu usunięcia części materiału, pozostawiony materiał uznawany jest za stosunkowo sterylny na czas zmiany roboczej. Należy pamiętać, że w pojemniku z materiałem sterylnym otwory boczne muszą być zamknięte, a w przypadku materiału niesterylnego – otwarte.
Jakość autoklawowania sprawdza się za pomocą kwasu benzoesowego. Butelkę z kryształkami kwasu benzoesowego umieszcza się w autoklawie, który topi się w temperaturze 132°C i pod ciśnieniem 2 atm w ciągu 20 minut. Można zastosować taśmę wskaźnika termicznego, która w tym trybie zmienia kolor.
Metoda sterylizacji chemicznej(stosowanie chemicznych środków dezynfekcyjnych i antyseptycznych). Metodę tę stosuje się do wyrobów wykonanych z materiałów polimerowych, gumy, szkła i metali. Sterylizację przeprowadza się w zamkniętych pojemnikach wykonanych ze szkła, tworzywa sztucznego lub pokrytych emalią (emalia musi być nieuszkodzona) z produktem całkowicie zanurzonym w roztworze. Następnie produkt przemywa się sterylną wodą. Wysterylizowany produkt przechowywany jest w sterylnym pojemniku (pudełko do sterylizacji), wyłożonym sterylnym prześcieradłem, przez 3 dni. Do sterylizacji chemicznej zgodnie z OST 42-21-2-85 stosuje się następujące tryby:
1) 6% roztwór nadtlenku wodoru:
w temperaturze 18 o C przez 360 minut;
50°C przez 180 min;
2) 1% roztwór dezoksonu-1 w temperaturze 18°C przez 45 minut.
Należy przestrzegać zasad sterylizacji chemicznej.
1. Podczas procesu sterylizacji nie utrzymuje się temperatury roztworów.
2. Roztwór nadtlenku wodoru można zużyć w ciągu 7 dni od daty przygotowania, jeżeli przechowywany jest w zamkniętym pojemniku i w ciemnym miejscu. Co więcej, rozwiązanie można zastosować tylko
podlegają kontroli zawartości substancji aktywnych.
3. Roztwór Dezoxon-1 można stosować przez 1 dzień.
4. Roztwory sterylizujące stosuje się jednorazowo.
Jako modyfikację metody sterylizacji chemicznej stosuje się metody obróbki wyrobów medycznych gazami lub parami związków chemicznych.
Zgodnie z OST 42-21-2-85 przewidziano trzy metody sterylizacji chemicznej (gazowej).
Mieszanina OB (tlenek etylenu z bromkiem metylu w stosunku 1,0:2,5). Metoda nadaje się do sterylizacji wyrobów z materiałów polimerowych, gumy, szkła, metalu, rozruszników serca,
optyka medyczna.
Sterylizację przeprowadza się w sterylizatorze gazowym, mikroanaerostacie MI. Po zabiegu wstępnej sterylizacji produkty suszy się w temperaturze pokojowej lub 35°C do zaniku widocznej wilgoci, po czym pakuje się je w stanie niezmontowanym. Sterylizowane są w opakowaniu składającym się z dwóch warstw folii polietylenowej o grubości 0,06 - 0,20 mm, pergaminu, nieimpregnowanego papieru workowego, papieru workowego odpornego na wilgoć, papieru
do pakowania produktów na maszynach typu E w temperaturze 55°C przez 240 - 360 minut. Okres przydatności produktów sterylizowanych w opakowaniach foliowych wynosi 5 lat.
na pergaminie lub papierze - 20 dni.
Sterylizacja mieszaniną pary wodnej i formaldehydu. Odbywa się to w specjalnych stacjonarnych sterylizatorach formaldehydowych. Metoda jest odpowiednia dla wyrobów wykonanych z gumy, materiałów polimerowych, metalu i szkła. Sterylizację przeprowadza się w opakowaniach wykonanych z polietylenu o grubości 0,06 – 0,20 mm, pergaminu lub papieru typu kraft.
Jako środek sterylizujący stosuje się roztwór formaldehydu (na bazie formaldehydu). Tryb sterylizacji - 300 min w 75°C.
Aby zneutralizować formaldehyd, użyj 23 - 25% wodnego roztworu amoniaku. Okres przydatności produktów sterylizowanych w opakowaniach z folii polietylenowej wynosi 5 lat, w przypadku papieru pergaminowego lub kraftowego – 21 dni.
Formaldehyd z paraformaldehydu. Sterylizację przeprowadza się w komorach z plexi (stosunek powierzchni podłogi komory do jej objętości wynosi 1:20), które posiadają perforowaną półkę z otworami o średnicy 0,6 - 0,7 cm (jeden otwór na 1 cm 2 ). Na dnie komory równomiernie rozprowadza się warstwę paraformaldehydu o grubości 1 cm. Półkę montuje się na wysokości 2 cm od powierzchni. Metodę tę zaleca się stosować na całkowicie metalowych narzędziach skrawających wykonanych ze stali nierdzewnej.
Sterylizację przeprowadza się bez opakowania, umieszczając produkty na perforowanej półce w nie więcej niż dwóch warstwach w wzajemnie prostopadłych kierunkach.
Stosowane są dwa tryby sterylizacji: 300 minut w temperaturze 22°C lub 360 minut w temperaturze 14°C. Okres przydatności sterylizowanych produktów w sterylnym pojemniku (pudełko do sterylizacji) wyłożonym sterylnym prześcieradłem wynosi 3 dni.
Promieniowanie, radiacyjna metoda sterylizacji(wykorzystanie promieniowania jonizującego). Do sterylizacji przedmiotów stałych, które ulegają zniszczeniu pod wpływem ogrzewania (niektóre tworzywa sztuczne, sprzęt elektroniczny itp.) można zastosować tzw. sterylizację radiacyjną lub radiacyjną (zwykle stosuje się jonizujące promieniowanie y w dawkach 3-10 milionów rad). Ta metoda sterylizacji jest zwykle stosowana w warunkach fabrycznych do przemysłowej produkcji sterylnych produktów medycznych (na przykład jednorazowych strzykawek).
- Odkrycia w zoologii XX wieku
- Opisz geopolityczną rolę NATO we współczesnych warunkach Spurs - Integracja międzynarodowa i organizacje międzynarodowe
- Siedlisko i wpływ środowiska na zdrowie człowieka Systemy technogeniczne i ich interakcja ze środowiskiem
- Najciekawsze zagadki o postaciach z bajek Odgadnij bajki, zagadki na podstawie ich cytatów